Cochin Ill As

PLAN DE CONTINGENCIA ANTE UN BROTE DE COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO (Maconellicoccus hirsutus)  EN UN PAÍS DE LA REGIÓN DEL OIRSA Plutarco Elías Echegoyén Ramos y  Héctor González Hernández Una publicación del ORGANISMO INTERNACIONAL REGIONAL DE SANIDAD AGROPECUARIA - OIRSA San Salvador, El Salvador, mayo de 2010 Se autoriza la reproducción y difusión del material contenido en este documento para los  propósitos que  ha  sido  elaborado, con fines educativos y otros no comerciales, sin previa  autorización  escrita  del  OIRSA,  siempre  que  se  especifique  claramente  la  fuente.    Se  prohíbe  la  reproducción  de  material  contenido  en  este  documento  con  fines  comerciales  sin  previa  autorización  escrita  del  OIRSA.    Las  peticiones  para  obtener  tal  autorización  deberán dirigirse a: Director Ejecutivo del OIRSA, Calle Ramón Belloso, final pasaje Isolde,  Colonia  Escalón,  San  Salvador,  El  Salvador,  Centro  América  o  por  correo  electrónico  a  [email protected] .  CONTENIDO Página RECONOCIMIENTOS ......................................................................................................................................... VI  PRÓLOGO ........................................................................................................................................................... VII  I.  INFORMACIÓN GENERAL ...................................................................................................................... 1  1.1  OBJETIVO DEL PLAN............................................................................................................................................... 1  1.2  ACLARACIONES ....................................................................................................................................................... 1  1.3  CONTACTOS PRINCIPALES .................................................................................................................................... 1  1.4  PROGRAMA DE SEGURIDAD .................................................................................................................................. 2  II.  PROCEDIMIENTOS DE IDENTIFICACIÓN ......................................................................................... 2  2.1  HALLAZGO INICIAL DE UN EVENTO SOSPECHOSO ............................................................................................. 2  2.2  DIAGNÓSTICO PRELIMINAR .................................................................................................................................. 3  2.3  CONFIRMACIÓN DEL DIAGNÓSTICO ..................................................................................................................... 4  III.  FACTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA .......................................................................................... 5  3.1  FACTIBILIDAD TÉCNICA DE LA ERRADICACIÓN ................................................................................................. 7  3.2  FACTIBILIDAD ECONÓMICA DE LA ERRADICACIÓN ........................................................................................... 8  3.3  FACTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA DE UN PROGRAMA ALTERNATIVO A LA ERRADICACIÓN ............... 9  IV.  PROCEDIMIENTOS REGLAMENTARIOS ......................................................................................... 10  4.1  MARCO LEGAL SOBRE EMERGENCIAS FITOSANITARIAS ................................................................................ 10  4.2  ACCIONES A REGLAMENTAR .............................................................................................................................. 11  4.3  EVALUACIÓN DEL CUMPLIMIENTO ................................................................................................................... 12  V.  ORGANIZACIÓN PARA LA EJECUCIÓN ............................................................................................ 12  5.1  ACTIVACIÓN DE LA EMERGENCIA ..................................................................................................................... 12  5.2  PROCEDIMIENTOS PARA LA EVALUACIÓN PRELIMINAR ................................................................................ 13  5.3  RESPUESTAS OPERACIONALES SEGÚN SITUACIÓN ......................................................................................... 14  5.4  TOMA DE DECISIONES EN UNA SITUACIÓN DE EMERGENCIA ........................................................................ 19  5.5  CAPACITACIÓN .................................................................................................................................................... 19  5.6  REGISTROS E INFORMES .................................................................................................................................... 20  . 5.7  SUPERVISIÓN Y CONTROL DE CALIDAD ............................................................................................................ 20  5.8  DECISIONES POSTERIORES A LA EMERGENCIA ............................................................................................... 21  5.9  SIMULACRO .......................................................................................................................................................... 21  VI.  COMUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN .................................................................................................... 21  6.1  POLÍTICAS DE COMUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN ............................................................................................. 21  6.2  COMUNICACIÓN Y RELACIONES OFICIALES ..................................................................................................... 23  6.3  COMUNICACIÓN Y RELACIONES PÚBLICAS....................................................................................................... 24  6.4  DIVULGACIÓN DEL PLAN, DE LAS ACCIONES DE EMERGENCIA Y SOBRE LA PLAGA ................................... 25  Divulgación del plan y de las acciones de emergencia ........................................................................ 25  Divulgación sobre la plaga ................................................................................................................................. 26  VII.  RELACIONES DE COOPERACIÓN Y COORDINACIÓN .................................................................. 27  VIII.  PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA ................................................................................................... 27  8.1  TIPOS DE ENCUESTAS ......................................................................................................................................... 28  Encuestas de detección ....................................................................................................................................... 28  Encuestas de delimitación ................................................................................................................................. 31  Encuestas de monitoreo ..................................................................................................................................... 32  i 8.2  8.3  8.4  8.5  PLAN PARA LA IMPLEMENTACIÓN DE LAS ENCUESTAS ................................................................................. 35  CONTROL DE CALIDAD DE LAS ENCUESTAS ..................................................................................................... 35  RECOPILACIÓN Y PROCESAMIENTO DE LA INFORMACIÓN DE VIGILANCIA ................................................. 36  RECOMENDACIONES GENERALES SOBRE LA VIGILANCIA .............................................................................. 37  IX.  PROCEDIMIENTOS DE CONTROL .................................................................................................... 38  . 9.1  ESTRATEGIAS Y TÉCNICAS DE CONTROL .......................................................................................................... 38  9.1.1  Uso de plaguicidas (control químico) ............................................................................................. 38  9.1.2  Uso de agentes de control biológico ................................................................................................ 40      Liberación de Anagyrus kamali .......................................................................................................... 41  9.1.3  Empleo de medios físicos y mecánicos........................................................................................... 42  9.1.4  Cuarentena vegetal ................................................................................................................................... 43  9.2  FACTIBILIDAD TÉCNICA DE LAS ESTRATEGIAS Y TÉCNICAS DE CONTROL A EMPLEAR ............................. 44  9.3  EVALUACIÓN Y VERIFICACIÓN DE LAS ESTRATEGIAS Y TÉCNICAS DE CONTROL ....................................... 44  9.3.1  Evaluación y verificación de la liberación de Anagyrus kamali ......................................... 44  X.  XI.  EVALUACIÓN DEL PROGRAMA DE EMERGENCIA ...................................................................... 45  FINANCIAMIENTO Y EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA ................................................................ 45  XII.  BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................................................................... 46  APÉNDICE 1 ........................................................................................................................................................ 50  DESCRIPCIÓN DE LA PLAGA .............................................................................................................................. 50  IDENTIDAD ................................................................................................................................................................ 50  HOSPEDANTES ........................................................................................................................................................... 52  DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA ................................................................................................................................ 53  BIOLOGÍA, ECOLOGÍA Y HÁBITOS ........................................................................................................................ 55  Biología ........................................................................................................................................................................ 55  Ecología ....................................................................................................................................................................... 56  Relaciones ínter específicas positivas ............................................................................................................ 56  Relaciones ínter específicas negativas .......................................................................................................... 57  . Hábitos ......................................................................................................................................................................... 64  DISPERSIÓN (ARTIFICIAL Y NATURAL) ............................................................................................................ 66  MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA ................................................................................................................................... 67  . SÍNTOMAS Y/O DAÑOS EN EL HOSPEDANTE ................................................................................................. 70  SIGNIFICANCIA DE LA PLAGA ............................................................................................................................... 70  Relación de los daños o pérdidas observados ............................................................................................ 70  Consecuencias en el ambiente y la biodiversidad ..................................................................................... 72  Manejo Fitosanitario ............................................................................................................................................. 73  Riesgo Fitosanitario ............................................................................................................................................... 75  DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN .......................................................................................................................... 75  Métodos de inspección y diagnóstico ............................................................................................................. 75  Guías para la Vigilancia ....................................................................................................................................... 78  MANEJO DEL RIESGO ................................................................................................................................................ 79  BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................................................................ 79  APÉNDICE 2 ........................................................................................................................................................ 81  DIAGNÓSTICO DE MACONELLICOCCUS HIRSUTUS ............................................................................................ 81  . . Reconocimiento en Campo ........................................................................................................................ 81  Toma y Manejo de Muestras ...................................................................................................................... 86  Procesamiento de muestras en el laboratorio ................................................................................... 88  Envío de muestras para diagnóstico a lugares distantes .............................................................. 92  ii BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................... 93  APÉNDICE 3 ........................................................................................................................................................ 94  CONTACTOS EN CASO DE INCURSIONES O BROTES DE COCHINILLA ROSADA   DEL HIBISCO .............................................................................................................................................................. 94  APÉNDICE 4 ..................................................................................................................................................... 100  LISTA AMPLIADA DE PLANTAS HOSPEDANTES DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO  (MACONELLICOCCUS HIRSUTUS) ............................................................................................................................. 100  BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................ 119  APÉNDICE 5 ..................................................................................................................................................... 120  SUGERENCIAS SOBRE PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA PARA M. HIRSUTUS ........................ 120  A.  CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE DETECCIÓN ........... 120  B.  CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE MONITOREO ......... 122  C.  USO DE TRAMPAS CON FEROMONA SEXUAL SINTÉTICA ............................................... 123  D.  TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO SOBRE LA     EVALUACIÓN PORMENORIZADA DEL ESTABLECIMIENTO DEL PARASITOIDE .... 125  E.  TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA     EVALUACIÓN RÁPIDA DEL PARASITOIDE ............................................................................. 128  F.  TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA     EVALUACIÓN DEL CONTROL DE Maconellicoccus hirsutus POR Anagyrus kamali129  BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................................ 131  APÉNDICE 6 ..................................................................................................................................................... 132  GLOSARIO ................................................................................................................................................................ 132  APÉNDICE 7 ..................................................................................................................................................... 137  DISPOSITIVO MODELO DE EMERGENCIA PARA ERRADICAR UN BROTE DE COCHINILLA  ROSADA DEL HIBISCO MACONELLICOCCUS HIRSUTUS (GREEN) .............................................................. 137  APÉNDICE 8 ..................................................................................................................................................... 143  FORMULARIOS (EJEMPLOS)........................................................................................................................... 143  APÉNDICE 9 ..................................................................................................................................................... 152  RECOMENDACIONES MISCELÁNEAS .......................................................................................................... 152  iii ÍNDICE DE CUADROS Cuadro 1  2  3  4  5    Ejemplos de escenarios posibles en la ocurrencia de un brote de cochinilla  rosada (Maconellicoccus hirsutus), clasificados según se favorezca la  erradicación y/o contención, o se favorezca una medida alternativa  Lista de enemigos naturales de M. hirsutus reportados en la literatura  Lista ampliada de plantas hospedantes de M. hirsutus Tamaños de muestra calculados sin tomar en cuenta la precisión del  método de muestreo  Ejemplos de cálculos de tamaños de muestra realizados con niveles de  confianza del 95%  Página 18  58 100 121  123  ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1  Página Colonia de M. hirsutus atendida por una hormiga en una asociación  mutualista con la plaga (cortesía de O. Sosa).  Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta  hospedante (cortesía de O. Sosa).  Población densa de M. hirsutus en la parte terminal de una planta  hospedante con atrofia de yemas terminales (cortesía de O. Sosa).  Encarrujamiento de hojas y atrofia de yemas terminales, provocados por  M. hirsutus en una planta hospedante (cortesía de O. Sosa).  Colonia de M. hirsutus sobre brote de hibisco con deformación causada por  el ataque de esta plaga. Cortesía: Programa Emergente Regional contra  CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  Colonia de M. hirsutus sobre tronco de Acacia macracantha (concha).  Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004).  Colonia de M. hirsutus sobre brote de teca y en mutualismo con hormigas.  Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004).  Daño por M. hirsutus en brote de naranjo dulce, con síntomas de  deformación en forma de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional  contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  Daño por M. hirsutus en jitomate, con síntomas de deformación en forma  de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit  y Jalisco, México (2004).  Daño por M. hirsutus en brotes de mango, con síntomas de deformación en  forma de roseta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en  Nayarit y Jalisco, México (2004).  Estados de desarrollo de M. hirsutus. a) Rama de hibisco con hembras  adultas, huevos y machos (M); b) Brote de hibisco con estadios ninfales I‐ III y hembra adulta cubierta por el ovisaco. Cortesía: Programa Emergente  Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  57  65  65  65  65  65  65  66  66  66  iv 2  3  4  5  6  7  8  9  10  11  68  Figura 12  13  14  15  16  17  18a  18b  18c  19  20  21  Colonias de M. hirsutus. a) Hembra adulta joven aún sin haber formado su  ovisaco; b) Hembras adultas sobre fruto de coco cubiertas por los ovisacos  y con huevos de color rosado.  Cortesía: Programa Emergente Regional  contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  Macho adulto de M. hirsutus. Fuente: Fotografía tomada por M. W. Johnson,  en Meyerdirk et al. (2003).  Árboles de H. elatus (majaua, mahoe azul) muertos después de fuerte  ataque de M. hirsutus en, Granada 1997. Cortesía: Héctor González  Hernández, Colegio de Postgraduados.  Adulto de Cryptolaemus montrouzieri alimentándose sobre  Maconellicoccus hirsutus. Cortesía: Programa Emergente Regional contra  CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  Adulto de Anagyrus kamali sobre colonia de Maconellicoccus hirsutus.  Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004).  Morfología de la hembra adulta de M. hirsutus (tomado de Watson y  Chandler 2000).  Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para  reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).  Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para  reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).  Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae para  reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).  Hembra adulta de M. hirsutus con ovisaco y huevos expuestos. Cortesía:  Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México  (2004).   Morfología general de una hembra adulta de Pseudococcidae (tomado de  Watson y Chandler 2000).  Trampa tipo Delta. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en  Nayarit y Jalisco, México (2004).  Macho de M. hirsutus capturados en trampa con feromona sexual.  Preparación en laminillas (montaje en Bálsamo de Canadá) usando  método de Hamon y Koztarab (1979). a) Macho adulto; b) Genitalia de  macho con esclerito en forma de “Y” sobre la base de la cápsula genital.  Imágenes por J. Valdez Carrasco (2008).  Página 69  69  72  76  76  77  81  82  83  84  90  124  v 22  125  RECONOCIMIENTOS Reconocimientos especiales   Al Ing. Orlando Sosa por el aporte de imágenes de campo de cochinilla rosada del hibisco.  Al  Programa  Emergente  Regional  contra  CRH  en  Nayarit  y  Jalisco,  México,  SENASICA‐SAGARPA, por permitir el uso de imágenes de campo y de microscopio de CRH.  Al M.C. Jorge M. Valdez Carrasco por la toma y procesamiento de imágenes en microscopio  de  CRH.  A  la  Dra.  Martha  Aguilera  Peña  del  CONACOFI  (Consejo  Nacional  Consultivo  Fitosanitario), por sus comentarios a parte de este documento, especialmente al uso de las  Normas Internacionales para Medidas Fitosanitarias. A la Sra. Dinora Villeda del OIRSA y a  la  M.C.  Nuvia  Orduño  Cruz  del  Programa  e  Entomología  y  Acarología,  Colegio  de  Postgraduados,  Montecillo,  México,  por  la  amable  evisión  de  estilo.  Al  Sr.  Mario  Martell  Narváez del OIRSA, por el diseño de la cubierta.    Fotografías de la cubierta vi   De  arriba  hacia  abajo:  Maconellicoccus hirsutus sobre  hibisco,  con  estadios  ninfales  I‐III  y  hembra adulta; en medio, M. hirsutus, hembra adulta joven, sin haber formado su ovisaco;  abajo,  M. hirsutus,  hembras  adultas  sobre  fruto  de  coco  cubiertas  por  los  ovisacos  y  con  huevos  e  color  rosado.  Las  tres  fotografías  cortesía  del  Programa  Emergente  Regional  contra CRH en ayarit y Jalisco, México.    Los autores   Plutarco Elías Echegoyén Ramos, Ing. Agr., M.Sc.  Especialista en Sanidad Vegetal  Correos electrónicos: [email protected]; [email protected]  OIRSA, Sanidad Vegetal  Calle Ramón Belloso, final Pasaje Isolde, Colonia Escalón  San Salvador, El Salvador, Centro América  Tel. (503)22631123; Fax. (503)22631128  Correos electrónicos: oirsa@oirsa. org; [email protected]    Héctor González Hernández, P hD.  Profesor Investigador Titular  Colegio de Postgraduados  Programa de Entomología y Acarología  Campus Montecillo  Carretera México‐Texcoco, Km 36.5  Montecillo, Texcoco, Estado de México  CP 56230 México  Correo electrónico: [email protected]    PRÓLOGO   La cochinilla rosada del hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) es una de las plagas que  en  los  últimos  tiempos  ha  impactado  la  economía  agrícola  y  turística,  así  como  los  ecosistemas  naturales  en  los  países  donde  se  ha  logrado  establecer.  Como  ejemplos  más  recientes donde se ha introducido, establecido y ocasionado estos impactos están las áreas  siguientes:  varias  islas  del  Caribe  (primeros  reportes  en  Granada  y  Trinidad  y  Tobago),  Estados  Unidos  (Florida,  California,  Texas),  Belice  y  México  (Baja  California,  Jalisco  y  Nayarit).  En  algunas  de  estas  áreas  no  fue  posible  detectar  los  brotes  iniciales  de  M.  hirsutus,  probablemente  por  el  desconocimiento  de  sus  características  morfológicas  y  los  síntomas  de  ataque  en  sus  plantas  hospedantes  preferenciales  (por  ejemplo  hibisco,  guanábana); poco conocimiento de su biología; así como la falta de adecuadas técnicas de  muestreo y monitoreo y de un plan de contingencia previamente establecido dentro de una  normatividad  fitosanitaria  local  o  regional.  En  los  países  mencionados  se  ha  logrado  reducir su impacto al implementar programas de manejo integrado que tienen como base  el control biológico y el control legal.     De  acuerdo  con  los  expertos,  una  oportuna  detección  de  brotes  de  esta  plaga  puede  favorecer  el  éxito  de  su  erradicación.  En  cambio  si  la  plaga  ya  está  establecida,  pero  en  áreas  bien  delimitadas  y  fuera  de  las  áreas  de  producción  agrícola,  el  uso  oportuno  de  agentes  de  control  biológico,  como  el  parasitoide  Anagyrus  kamali  o  el  depredador  Cryptolaemus montrouzieri, ha reducido su abundancia y dispersión, y la ha mantenido en  niveles poblacionales que no son de importancia económica.     Por  lo  anterior,  se  ha  elaborado  el  presente  documento  con  el  objeto  de  facilitar,  en  el  ámbito regional del OIRSA, la regulación y la asistencia técnica en el manejo oportuno de  algún caso de incursión o brote de M. hirsutus, mediante la integración de herramientas de  manejo  que  han  dado  resultados  exitosos  en  los  países  en  donde  se  ha  presentado  esta  plaga, como en los casos específicos de las islas del Caribe (Granada, Trinidad y Tobago, San  Cristóbal),  Belice  y  México.  Todo  lo  anterior,  tomando  como  referencia  las  normas  internacionales  para  medidas  fitosanitarias,  a  fin  de  asegurar  una  adecuada  implantación  de las estrategias de manejo contra esta plaga.          Héctor González Hernández  Colegio de Postgraduados    vii RESUMEN EJECUTIVO El  presente  Plan  de  Contingencia  tiene  por  objeto  proporcionar  las  bases  técnicas  para  implementar  las  acciones  necesarias  para  erradicar,  contener  o  manejar  adecuadamente  cualquier incursión o brote de cochinilla rosada del hibisco que llegue a presentarse en un  país de la región del OIRSA. El plan se ha estructurado en una forma secuencial siguiendo  diversas normas fitosanitarias, describiendo los pasos que se pueden seguir si se detectara  un caso sospechoso o confirmado de esta plaga.  Una vez que la Organización Nacional de  Protección Fitosanitaria (ONPF) haya identificado la presencia de M. hirsutus en un país, los  pasos  a  seguir  incluyen  los  criterios  que  deben  tenerse  en  cuenta  para  determinar  la  factibilidad  técnica  y  económica  de  un  programa  de  erradicación  o  de  un  programa  alternativo al de erradicación; así como la forma de organizar la ejecución del programa de  erradicación  o  de  contención.  Con  el  fin  de  resaltar  el  potencial  de  daño  que  tiene  M.  hirsutus, las pérdidas que se pueden tener de no actuar en tiempo y forma en su control, se  hace un análisis histórico y económico de los impactos negativos que ha tenido la llegada  de esta plaga, más recientemente a las islas del Caribe y a los Estados Unidos. El programa  de erradicación o manejo  debe estar contemplado de  acuerdo  al marco legal fitosanitario  que  rige  a  cada  país,  con  el  objeto  de  hacer  obligatorias  las  disposiciones  técnicas  o  de  regulación consideradas en el mismo. La organización y el desarrollo del programa deben  estar  a  cargo  de  un  Comité  de  Emergencia  en  Sanidad  Vegetal,  compuesto  por  un  equipo  multidisciplinario de carácter consultivo.    En un programa de erradicación de M. hirsutus, cuando se considera que esta plaga puede  ser capaz de provocar daños de gran magnitud, es primordial la implementación desde su  inicio,  de  una  campaña  de  comunicación‐divulgación  que  alerte  a  los  agricultores  y  al  público  en  general  sobre  las  formas  de  detección  de  la  plaga  y  sobre  ciertas  acciones  oficiales que podrían implementarse para su control a fin de evitar daños económicos y/o  ambientales.     Se describen con mayor detalle los procedimientos de encuesta, siendo las actividades de  inspección y el monitoreo con trampas con feromona sexual sintética los métodos de más  uso  en  la  vigilancia  de  la  plaga.  Además,  se  señala  la  importancia  de  considerar  los  hospedantes  preferenciales  que  se  presentan  en  áreas  urbanas,  viveros,  áreas  de  producción comercial frutícola y áreas marginales (bosques).    También se describen las técnicas de control para erradicar brotes de M. hirsutus o aquellas  técnicas  para  el  manejo  y  vigilancia  (uso  de  trampas  con  feromona  sexual  sintética),  en  caso de que esta plaga ya se haya establecido. Dentro de esas técnicas se considera como  pieza fundamental el uso de agentes no nativos, como el parasitoide Anagyrus kamali y el  depredador  Cryptolaemus  montrouzieri,  los  cuales  recientemente  han  resultado  en  casos  exitosos de control biológico; técnica que debe ser reforzada con un estricto control legal.    En  los  apéndices  se  describen  en  forma  más  detallada  los  siguientes  aspectos  de  M.  hirsutus:  características  biológicas,  morfológicas  y  sus  hospedantes,  que  pueden  ayudar  a  su  identificación  en  campo  y  en  laboratorio;  el  efecto  en  el  ambiente  de  las  diversas  viii técnicas  de  control;  cómo  manejar  y  procesar  las  muestras  para  su  determinación  específica  en  laboratorio  por  parte  de  los  taxónomos;  claves  pictóricas  para  diferenciar  a  esta  plaga  de  otras  especies  de  piojos  harinosos;  cómo  establecer  la  encuestas  de  campo  para  detectar  la  presencia  de  la  plaga  y  para  evaluar  la  efectividad  de  su  control  y  el  establecimiento de los enemigos naturales usados. Adicionalmente, se incluye un Glosario  de  los  términos  usados  en  este  documento  y  un  dispositivo  legal  de  emergencia  para  erradicar un brote de M. hirsutus, que puede servir de modelo para implantar en cualquier  país de la región del OIRSA.     ix Plan de Contingencia ante un brote de CRH I. INFORMACIÓN GENERAL 1.1 Objetivo del plan Proporcionar  las  bases  técnicas  para  la  implementación  de  acciones  fitosanitarias para erradicar, contener o manejar en forma apropiada los brotes  de cochinilla rosada del hibisco [Maconellicoccus hirsutus (Green 1908)] en los  países de la región del OIRSA.      1.2 Aclaraciones Este  plan  se  ha  concebido  como  un  procedimiento  versátil  sujeto  a  modificaciones y adaptable a cada situación. Su aplicación no tiene implícita la  garantía del éxito en la erradicación, confinamiento y manejo de la plaga, pero  se  pretende  que  sea  un  documento  útil  de  carácter  técnico.  Las  opiniones  expresadas  en  el  mismo  son  de  los  autores  y  no  reflejan  necesariamente  los  puntos  de  vista  del  OIRSA,  salvo  las  referencias  explícitas  que  se  hacen  de  las  Normas Internacionales para Medidas Fitosanitarias (NIMF).    1   1.3 Contactos principales Los contactos principales en cada país para notificar incursiones o brotes de M.  hirsutus son las Organizaciones Nacionales de Protección Fitosanitaria (ONPF),  instituciones  oficiales  que  normalmente  dependen  de  los  ministerios/secretarías  de  agricultura  de  los  países.  En  el  Apéndice  3  se  incluyen  los  datos  para  contacto  de  las  ONPF  de  cada  uno  de  los  países  miembros del OIRSA.  También pueden hacerse notificaciones de brotes de M. hirsutus en países de la  región  del  OIRSA  a  la  sede  de  este  Organismo  o  a  sus  representaciones  en  los  países miembros. Toda notificación sobre incursiones o brotes que se reciba en  estas  oficinas  se  canalizará  directa  y  exclusivamente  a  la  ONPF  del  país  que  corresponda. En el Apéndice 3 también se incluyen los datos de contacto de la  sede del OIRSA y los de sus representaciones en cada uno de los países.    Las notificaciones de incursiones o brotes de M. hirsutus pueden hacerse a otras  instituciones  (por  ejemplo  a  facultades  de  agronomía  de  universidades,  a  escuelas  agrícolas)  o  estructuras  gubernamentales  (comités  estatales  o  departamentales de sanidad vegetal, oficinas de extensión agrícola),  siempre  y    Plan de Contingencia ante un brote de CRH   cuando  estas  instituciones  formen  parte  del  sistema  nacional  de  vigilancia  de  plagas del país.    Otros  contactos  de  utilidad  pueden  ser  los  laboratorios  de  referencia  autorizados  para  la  identificación  de  especímenes  de  cochinilla  rosada  y  los  especialistas  en  esta  plaga.  En  el  Apéndice  3  también  se  incluyen  algunos  de  estos contactos.    1.4 Programa de seguridad   Para  mantener  la  seguridad  del  personal  que  participa  en  la  ejecución  de  las  labores  de  campo  del  Plan  Operativo  de  Emergencia,  se  deben  acatar,  entre  otras,  las  siguientes  medidas:  a)  En  lugares  aislados,  al  menos  dos  personas  deben  realizar  las  encuestas;  b)  Mantener  siempre  disponible  un  equipo  de  primeros  auxilios  para  casos  de  mordeduras,  picaduras,  heridas  e  intoxicaciones;  c)  Si  se  emplean  equipos  pesados  o  peligrosos,  verificar  que  el  personal  operador  cuente  con  el  debido  entrenamiento  y  el  resto del  personal  deberá acatar todas las medidas de seguridad aconsejadas.    Si  se  recurre  al  control  químico  de  la  plaga,  deberán  seguirse  las  prácticas  recomendadas para el manejo y uso seguro de plaguicidas, para la protección de  la  salud  de  las  personas,  de  animales  y  del  medio  ambiente.  Si  las  personas  encargadas  del  control  químico  no  poseen  experiencia  en  la  aplicación  de  plaguicidas,  deberán  recibir  un  entrenamiento  básico  antes  de  iniciar  actividades.    2 II. PROCEDIMIENTOS DE IDENTIFICACIÓN 2.1 Hallazgo inicial de un evento sospechoso Las  acciones  contenidas  en  este  plan  de  contingencia  se  iniciarán  cuando  los  resultados de la vigilancia general o de las encuestas específicas le indiquen a la  ONPF del país la existencia de uno o varios casos sospechosos o confirmados de  M. hirsutus. La detección o hallazgo podrá ocurrir también en distintos lugares  simultáneamente o dentro de un corto tiempo.    Entre los datos que deberá incluir el informe sobre la detección inicial están los  siguientes: a) Nombre común y científico de la plaga; b) Nombre del taxónomo  responsable de la identificación de la plaga; c) Nombre común y científico (si es  posible)  del  hospedante  u  hospedantes  en  los  que  se  encontró  la  plaga;  d)  Localización de la detección (nombre del campo de cultivo; nombre del lugar de  Plan de Contingencia ante un brote de CRH   producción; caserío, aldea o cantón; municipio, departamento o provincia, país y  de ser posible, la georeferenciación del sitio); e) Fecha de detección; f) Fecha del  informe;  g)  Institución  u  organización  responsable  del  informe  de  detección  (servicio  de  vigilancia,  centro  de  investigación,  oficina  de  extensión  agrícola,  etc.); h) Detalles de la detección incluyendo posible fecha de la incursión de la  plaga,  persona  que  hizo  la  detección,  método  de  detección,  estado  biológico  detectado      y      parte      vegetal      del      hospedante      (tronco,      ramas,    follaje,   frutos),extensión  y  severidad  del  brote  observado,  síntomas  del  daño  en  el  hospedante,  probabilidades  de  establecimiento  y  dispersión  de  la  plaga  en  el  lugar  del  brote  y  método  de  identificación  de  la  plaga;  i)  Detalles  de  cualquier  medida que se haya tomado en el lugar de la incursión de la plaga a la fecha del  informe (tratamiento o destrucción del material hospedante, establecimiento de  zonas  de  cuarentena  y/o  restricciones,  rastreo  de  circunstancias  anteriores  y  posteriores a la detección del brote).    2.2 Diagnóstico preliminar En  general,  puede  ocurrir  que  la  detección  de  un  brote  de  M.  hirsutus  no  la  realice un especialista, o que no se disponga, al momento del conocimiento del  caso,  de  una  verificación  de  la  identidad  de  la  plaga;  por  lo  que  habrá  que  desarrollar el procedimiento para la identificación preliminar de la misma, con  apoyo  de  laboratorios  de  diagnóstico  oficiales  o  de  otras  instituciones.  En  el  Apéndice 1 se incluye una descripción de la plaga, y el Apéndice 2 contiene un  procedimiento para la toma, procesamiento y manejo de muestras; claves para  diferenciar  a  M.  hirsutus  de  otras  cochinillas  y  claves  para  llegar  a  una  identificación  preliminar  confiable.  Otro  material  útil  para  identificar  CRH  y  varias  especies  de  piojos  harinosos  de  importancia  económica  son  las  claves  pictóricas  de  Miller  et  al.  (2007).  También  se  puede  tomar  un  curso  de  entrenamiento  en  CRH  que  se  ofrece  en  Gainesville,  Florida,  USA  y  que  es  organizado  por  los  doctores  Lance  Osborne  (Entomology  and  Nematology  Department,  University  of  Florida),  Amy  Roda  (SHRS,  Miami,  CPHST,  PPQ,  APHIS,  USDA)  y  Greg  Hodges  (Florida  Dep.  Agr.  Cons.  Ser.  Div.  Plant  Industry,  Gainsville, Fla).  El entrenamiento incluye claves para identificar los diferentes  estados de desarrollo de la CRH en campo y en laminillas para observación en  microscopio  en  el  laboratorio;  así  como  para  identificar  diferentes  especies  de  piojos harinosos (Pseudococcidae) de importancia económica.    Para evitar riesgos que faciliten la dispersión de la plaga a lugares diferentes al  del  brote,  en  el  Apéndice  2  se  especifican  las  medidas  de  bioseguridad  que  deben adoptarse para la toma, manejo y transporte de muestras de M. hirsutus  hacia  el  laboratorio.  Asegurarse  además,  que  los  laboratorios  donde  se  envíen  las  muestras  cumplan  con  estándares  de  bioseguridad  para  el  manejo  de  muestras de plagas cuarentenarias.  3 Plan de Contingencia ante un brote de CRH   Si la detección o hallazgo inicial de casos sospechosos de M. hirsutus ocurre en  distintos  lugares,  el  diagnóstico  preliminar  se  hará  de  manera  comparativa  entre  las  muestras  procedentes  de  las  diversas  localidades  con  objeto  de  determinar si se trata de la misma especie.    Las  muestras  colectadas  para  diagnóstico  preliminar  deben  enviarse  a  los  laboratorios designados conforme a las especificaciones del Apéndice 2 (Toma y  Manejo de Muestras).    Es conveniente que en la toma de muestras de un brote sospechoso se designe a  personal previamente entrenado o con experiencia en este tipo de actividades y  que  haya  leído  la  instrucción  relativa  a  la  toma  y  manejo  de  muestras  del  Apéndice 2.  Si  se  toman  de  inmediato  medidas  de  erradicación,  ejemplares  de  la  plaga  deberán conservarse en alcohol 70‐95% para una futura confirmación.    En el Apéndice 2 se incluyen procedimientos para la toma, preparación (curado  y etiquetado), manejo y envío de muestras para confirmación del diagnóstico.    4   2.3 Confirmación del diagnóstico Si  la  ONPF  no  tiene  disponibilidad  inmediata  de  expertos  en  taxonomía  de  Pseudococcidae,  y  en  especial  del  género  Maconellicoccus,  es  apropiado  que  se  confirme  la  identificación  mediante  el  juicio  de  expertos  reconocidos  en  el  ámbito  internacional  o  en  un  laboratorio  de  referencia;  este  procedimiento  puede ser apoyado por el OIRSA.     La confirmación del diagnóstico de la plaga es necesaria para respaldar con base  técnica las medidas fitosanitarias que se promulguen y para conferir seguridad  a las notificaciones oficiales sobre el brote de la plaga.    El laboratorio de referencia para la confirmación del diagnóstico se indica en la  sección  1.3  “Contactos  principales”  de  este  plan  de  contingencia.  Para  el  envío  de  especímenes  al  laboratorio  de  referencia,  se  establece  como  procedimiento  habitual  la  entrega  de  las  muestras  en  la  respectiva  representación  del  OIRSA,  acompañadas con una solicitud de envío dirigida al Representante y suscrita por  una  autoridad  oficial  de  sanidad  vegetal  del  país.  Las  muestras  entregadas  tendrán que estar debidamente preparadas (curadas, etiquetadas y empacadas)  para el envío, conforme al Apéndice 2 de este documento.    La  designación  del  laboratorio  de  referencia  y  el  establecimiento  del  procedimiento  habitual  no  limitan  de  ninguna  manera  al  país  en  el  envío  de  Plan de Contingencia ante un brote de CRH     muestras  para  confirmación  de  diagnóstico  a  otros  laboratorios  y/o  especialistas con reconocimiento en el ámbito internacional.    La  falta  de  confirmación  del  diagnóstico  no  será  obstáculo  para  que  se  implementen  las  acciones  fitosanitarias  de  emergencia  contempladas  en  este  plan  de  contingencia,  especialmente  aquellas  que  estén  orientadas  a  la  erradicación o contención del brote, si se juzgan necesarias.    Si los resultados en esta fase de confirmación del diagnóstico son negativos (no  es  M.  hirsutus),  se  detendrá  el  proceso  de  emergencia  y  se  harán  las  notificaciones necesarias para comunicar que la amenaza del brote ya no existe  o que se trató de una falsa alarma.    III. FACTIBILIDAD TÉCNICA Y ECONÓMICA Antes  de  pensar  en  establecer  un  programa  de  erradicación  de  plagas  es  necesario  conocer  las  directrices  ya  establecidas  en  las  Normas  Internacionales  para  Medidas  Fitosanitarias  (NIMF),  en  donde  se  describen  las  actividades  a  realizar  en  un  programa de erradicación (CIMF‐FAO 2006d); una evaluación del impacto de la plaga,  la extensión de la infestación, el potencial de dispersión, lo cual se obtiene mediante  las bases científicas de un estudio de Análisis de Riesgo de Plagas (CIPF‐FAO 2004, y  CIPF‐FAO 2007); así como de un estudio costo‐beneficio de las acciones.    Los  costos  directos  de  la  implementación  de  este  plan  de  contingencia  estarían  constituidos  por  los  costos  asociados  con  la  ejecución  del  programa  de  emergencia,  entre  estos:  servicios  de  diagnóstico,  equipo  (incluyendo  maquinaria  y  vehículos),  combustibles  y  lubricantes,  plaguicidas,  servicios  de  transporte  (no  cubiertos  con  medios  de  transporte  propios),  alquileres,  comunicación  y  divulgación,  salarios  y  viáticos  de  técnicos  (para  realización  de  encuestas,  monitoreos  y  control),  salarios  para  mano  de  obra  en  actividades  para  el  control  de  la  plaga,  papelería,  costos  administrativos, consultorías, entre otros.  Los beneficios directos estarían constituidos por la prevención de las pérdidas y por  los  costos  que  podrían  acontecer  si  el  programa  no  se  ejecutara,  entre  estos:  prevención  de  pérdidas  en  las  cosechas  de  cultivos  hospedantes  por  posibles  daños  de  la  plaga,  y  los  costos,  por  controles  adicionales  de  la  plaga  por  parte  de  los  productores.  Tener  en  cuenta  que  también  puede  haber  costos  y  beneficios  indirectos  por  la  ejecución  del  programa  de  emergencia.    Entre  los  costos  indirectos  pueden  considerarse:  los  posibles  efectos  adversos  en  la  salud  humana,  en  especies  no  objetivo y en el ambiente, por la implementación de los programas de erradicación o  control,  costos  a  productores  debido  a  las  restricciones  en  la  movilización  de  5     Plan de Contingencia ante un brote de CRH   productos  vegetales  (cuarentenas  internas).    Entre  los  beneficios  indirectos  se  pueden incluir la prevención de impactos negativos en el empleo, ahorro en costos de  investigación, la conservación de jardines privados, parques y zonas no cultivadas, y  la  prevención  de  pérdidas  de  mercados  de  exportación  y/o  de  envíos  exportados  debido a medidas fitosanitarias contra la plaga aplicadas por países importadores.  La precisión en la estimación de los beneficios dependerá de la capacidad de predecir  el  impacto  de  M.  hirsutus  si  no  fuera  controlada;  para  esto  pueden  utilizarse  datos  sobre  el  impacto  de  esta  plaga  en  otras  localidades  (países)  o  regiones  donde  se  ha  introducido.  Un mejor ajuste de la predicción podría lograrse si se tienen en cuenta  las  condiciones  del  lugar  del  brote  (clima,  cultivos  susceptibles,  valores  de  la  producción,  destinos  de  la  producción,  presencia  y  distribución  de  hospedantes  no  comerciales) y las características de M. hirsutus (biología, dispersión potencial). En el  Apéndice 1 sobre la descripción de M. hirsutus se presenta información concerniente  a la biología y posibles consecuencias económicas por la introducción de la plaga.  Es importante mencionar algunos ejemplos del impacto que ha tenido la llegada de la  CRH  a  nuevas  áreas  o  países,  en  donde  la  falta  de  conocimiento  de  la  plaga,  sus  síntomas de ataque y formas de dispersión, fueron factores que impidieron establecer  en tiempo y forma programas de erradicación o manejo, y las pérdidas económicas en  los productos o bienes agrícolas han tenido impactos catastróficos.    De acuerdo con Meyerdirk et al. (2003) debido a la presencia y dispersión de la CRH  en  Granada,  detectada  en  1994,  se  registraron  pérdidas  económicas  entre  3.5  y  10  millones  USD  de  la  cosecha  1996‐1997;  mientras  que  en  Trinidad  y  Tobago  se  estimaron pérdidas potenciales de 125 millones USD por año. Debido a lo anterior, a  partir de 1995, en la región del Caribe se implementó un plan regional para el control  de la CRH con una inversión para 3 años de 13.7 millones USD con la participación de  varios países del Caribe (Jones 1998).     En  Belice,  después  del  establecimiento  de  la  CRH,  en  1999  se  implementó  un  plan  operativo de emergencia, en el que se invirtieron 425,000 USD sólo para el programa  de  control  biológico.  En  esa  ocasión  se  realizó  un  análisis  costo‐beneficio  del  programa contra CRH según el cual, por cada USD gastado se protegían  cerca de  87  USD de productos agrícolas (Zetina 2004, comunicación personal).     Ranjan (2006) estimó el daño promedio anual causado por las infestaciones de CRH  en Florida y el resto de los EUA si no se realizan acciones de control de la plaga, con  mayor  impacto  negativo  en  la  producción  de  vegetales;  en  Florida  las  pérdidas  ascenderían a 43 millones USD.  En todo el país, el daño anual total por la invasión de  la  CRH  se  calculó  en  1,200  millones  USD  (considerando  daños  a  cultivos  como  aguacate, cítricos, algodón, cacahuate, soya y ornamentales).    En  México,  en  el  año  2004,  se  detectó  CRH  en  el  área  de  Bahía  de  Banderas  (municipios  de  Bahía  de  Banderas,  Nayarit  y  Puerto  Vallarta,  Jalisco),  por  lo  que  se  implementó un plan regional emergente contra esta plaga con una inversión federal    6 Plan de Contingencia ante un brote de CRH   de 4.4 millones USD para los años 2004‐2005. Actualmente, cinco estados de México  se encuentran bajo control oficial contra la CRH con un presupuesto Federal y Estatal  cercano  a  2.5  millones  USD.    México  se  ubica  entre  los  principales  productores  agrícolas  y  ocupa  el  primer  lugar  mundial  como  exportador  de  mango;  en  2007,  la  producción  nacional  tuvo  un  valor  de  390  millones  USD.  Principal  productor  y  exportador internacional de aguacate, el valor estimado de la producción en 2007 fue  de 1,143 millones USD (SIAP‐SAGARPA 2007). Con la dispersión y establecimiento de  la  CRH  se  vería  fuertemente  afectada  la  comercialización  local  y  de  exportación;  además de los incrementos en costos de producción y manejo postcosecha.     3.1 Factibilidad técnica de la erradicación La  decisión  de  implementar  un  programa  de  erradicación  dependerá  de  la  rapidez con que se realice la identificación de la plaga, la extensión del brote, el  nivel  de  infestación  o  tipo  de  hábitat  infestado  (área  urbana,  viveros,  huertos  comerciales, áreas marginales). La CRH es una plaga que se moviliza fácilmente  a nuevas áreas, principalmente mediante la actividad comercial, por lo que las  detecciones iniciales han ocurrido en caminos, centros de acopio, áreas urbanas  o  centros  turísticos.  Si  se  opta  por  un  programa  de  erradicación,  este  debe  incluir  tres  actividades  principales:  vigilancia  (muestreo  de  material  vegetal  y  monitoreo  con  trampas),  contención  (prevención  de  la  dispersión)  y  tratamiento  (implementación  de  diferentes  técnicas  para  asegurar  la  erradicación del brote).    A continuación se hace una descripción de los casos recientes de introducción y  establecimiento  de  la  CRH  en  varios  países  y  las  razones  por  las  que  la  erradicación  no  tuvo  éxito  o  que  no  fue  posible  implementar  un  programa  de  erradicación.    En  el  caso  de  Granada,  la  CRH  ya  estaba  presente  desde  1991,  pero  su  identificación  fue  confirmada  hasta  octubre  de  1994,  por  lo  que  durante  este  período  de  3  años  probablemente  se  dispersó  a  otras  áreas  (Jones  1998).  En  Belice, cuando se detectó en septiembre de 1999, ya estaba presente en varias  localidades  de  la  ciudad  de  Belice,  principalmente  en  áreas  urbanas;  al  poco  tiempo se detectó en la ciudad de Belmopan, 80.5 km al sureste de la ciudad de  Belice (Zetina 2004, comunicación personal).     En México, cuando se detectó por los servicios fitosanitarios oficiales en Bahía  de  Banderas,  Nayarit,  a  principios  de  2004,  ya  se  encontraba  distribuida  en  zonas  urbanas,  marginales,  agrícolas,  y  para  finales  del  mismo  año  fue  oficialmente reconocida en la ciudad de Puerto Vallarta, estado de Jalisco.    En  los  tres casos  antes  señalados,  los  programas  emergentes  de  control  (legal,  químico, cultural, biológico) no fueron efectivos para erradicar la CRH, debido a  7 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 8   detecciones tardías y los altos niveles de infestación. Anteriormente, la forma de  monitorear  la  plaga  era  por  detección  de  síntomas  de  daños  en  hospedantes  preferenciales  como  Hibiscus  spp.,  y  la  identificación  de  especímenes  en  laboratorio.     Actualmente  se  cuenta  con  una  herramienta  más  efectiva  para  detectar  la  presencia  o  confirmar  la  ausencia  de  la  plaga  o  para  determinar  su  densidad  poblacional mediante trampas con feromona sexual sintética (Zhang et al. 2004,  Hall  et  al.  2008),  para  lo  cual  también  ya  se  ha  logrado  determinar  la  trampa  tipo “Jackson” como la mejor en cuestiones de servicio y efectividad de captura  de  machos  de  CRH  (Vitullo  et  al.  2007).  El  trampeo  con  feromona  sexual  sintética  puede  ser  útil  en  un  programa  de  erradicación  de  CRH,  en  las  actividades  de  vigilancia  o  para  declarar  la  finalización  del  programa  de  erradicación o determinar como área libre un área bajo control.     El ciclo biológico de la CRH es de 34.2 días; durante los primeros 8 días puede  copular  y  empezar  a  ovipositar  (Persad  y  Khan  2002);  además,  los  machos  adultos  emergen  antes  que  las  hembras,  por  lo  que  se  tiene  un  período  razonable de más de un mes para detectar mediante las trampas con feromona  sexual  la  primera  generación  de  un  nuevo  brote.    Con  este  escenario  se  considera que se está a tiempo para implementar el programa de erradicación.    3.2 Factibilidad económica de la erradicación En primer lugar deberán analizarse las circunstancias en que se ha dado el brote  y  establecer  si  existen  opciones  técnicamente  factibles  para  la  erradicación  de  M.  hirsutus  (elaboración  de  una  nómina  de  las  técnicas  de  erradicación  más  factibles).    Luego,  las  opciones  de  erradicación  identificadas  deben  ser  discutidas por el Comité Consultivo, estableciendo las ventajas y desventajas, los  costos totales y el costo‐beneficio para cada una de ellas.  Los costos deberían  perfilarse  lo  más  posible  en  el  corto  y  largo  plazo.    Por  último,  podría  recomendarse  una  o  más  opciones,  o  ninguna,  reconociendo  que  la  decisión  final  requiere  sopesar  las  cuestiones  técnicas,  el  costo‐  beneficio,  la  disponibilidad de recursos y los factores políticos y socioeconómicos.    Entre  los  costos  que  deberían  incluirse  para  la  erradicación  se  encuentran  el  valor monetario de: a) insumos para tratamiento, destrucción y disposición (de  desechos)  de  las  plantas  afectadas;  b)  compensación  por  la  destrucción  de  plantas  afectadas;  c)mano  de  obra  (en  labores  de  tratamiento,  remoción,  destrucción y disposición de plantas afectadas); d) salarios y viáticos de técnicos  (para  la  erradicación,  cuarentenas  internas  y  vigilancia  posterior  a  la  erradicación); e) comunicación – divulgación (servicios, materiales y equipo); f)  combustibles y lubricantes; g) compra, alquiler o depreciación de equipos para  la erradicación (herramientas, máquinas empleadas en labores de tratamiento,  Plan de Contingencia ante un brote de CRH remoción, destrucción y disposición de plantas afectadas); h) alquiler de locales  (para  oficinas,  bodegas,  sitios  para  la  disposición  de  plantas  afectadas);  i)  capacitación;  j)  transporte  (para  la  remoción  y  disposición  de  las  plantas  afectadas y para el personal si es necesario); k) materiales y  equipo de oficina  (papelería, utensilios, computadoras incluyendo los programas, impresoras); l)  materiales  y  equipo  para  encuestas;  m)  servicios  de  diagnóstico;  n)  costos  de  administración;  o)  servicios  de  consultoría  (salarios,  viáticos,  pasajes  de  expertos).    Entre los beneficios que deberían incluirse para la erradicación se encuentra el  valor monetario de: a) daños directos de la plaga (disminución de la cosecha o  de  otros  rendimientos)  en  los  cultivos  que  se  evitarían;  b)  medidas  para  el  control de la plaga (por ejemplo gastos en insecticidas, mano de obra) que no se  harían; c) restricciones a las exportaciones de productos que se consideran vías  potenciales de la plaga que no se impondrían; d) daños en el paisaje (jardines,  parques,  zonas  incultas)  que  se  evitarían;  e)  investigación  adicional  sobre  la  plaga  que  no  se  haría;  f)  impactos  negativos en  el  ambiente  y en el empleo  de  mano de obra que no sucederían.  En  las  secciones  5.3  y  5.4  de  este  plan  se  presentan  escenarios  que  podrían  ayudar  a  la  toma  de  decisiones  en  cuanto  a  la  erradicación  o  a  una  medida  alternativa.      9   3.3 Factibilidad técnica y económica de un programa alternativo a la erradicación Si por las condiciones y otras circunstancias en que se ha dado y descubierto el  brote,  se  considera  que  la  erradicación  de  M.  hirsutus  no  es  factible,  deberá  seleccionarse de las identificadas, la mejor estrategia para el manejo y vigilancia  de  la  plaga,  a  fin  de  evitar  consecuencias  económicas,  ambientales  y  de  esparcimiento (efectos en el paisaje) inaceptables.  En las secciones 5.3 y 5.4 de  este plan se proponen factores que podrían ser útiles para tomar la decisión de  escoger una medida alternativa, en lugar de la erradicación.    Si  se  da  el  caso  de  que  la  erradicación  de  la  CRH  no  es  posible,  por  los  altos  niveles de infestación, pero en puntos muy localizados y con baja distribución; el  establecimiento  oportuno  del  programa  de  control  biológico  con  Anagyrus  kamali  (Himenóptera:  Encyrtidae)  y  Cryptolaemus  montrouzieri  (Coleoptera:  Coccinellidae), puede reducir el impacto de la plaga restringiendo su actividad a  áreas  urbanas,  principalmente  sobre  Hibiscus  (Michaud  &  Evans,  2000)  o  vegetación silvestre, tal como ha ocurrido en Hawai y Florida, EUA y Belice.    Plan de Contingencia ante un brote de CRH 10 La  oportunidad  y  magnitud  de  la  respuesta  dependerá  de  las  consecuencias  económicas estimadas en el corto plazo, si no se tomaran las medidas de control  y  vigilancia  pertinentes.    Las  características  de  la  plaga  (biología,  hábitos,  potencial  de  dispersión,  potencial  de  daño  económico,  rango  de  hospedantes,  controladores  biológicos)  que  se  señalan  en  el  Apéndice  1,  servirán  para  determinar  las  posibles  consecuencias  económicas  en  el  área  o  áreas  de  los  brotes, en las aledañas y otras áreas bajo riesgo, si no se toma ninguna medida  de control.  La duración del programa estará en relación con el comportamiento  de la plaga en el lugar (in situ).  Debe tenerse presente que el control biológico  de  M.  hirsutus  con  el  parasitoide  A.  kamali,  posee  las  características  de  un  “control biológico clásico” en las zonas tropicales. Se ha observado que A. kamali  tiene  la  capacidad  de  regular  adecuadamente  a  la  CRH  y  mantenerse  en  los  lugares de liberación, incluso a bajas densidades de su hospedante.    Además,  debe  tomarse  ventaja  del  potencial  reproductivo  de  este  parasitoide,  pues  es  capaz  de  aumentar  sus  poblaciones  más  rápido  que  M.  hirsutus,  ejerciendo  un  mayor  control  sobre  la  población  de  la  plaga  (Persad  y  Khan,  2002).        IV. PROCEDIMIENTOS REGLAMENTARIOS 4.1 Marco legal sobre emergencias fitosanitarias Un programa de emergencia fitosanitaria tiene que estar dentro del marco legal  existente;  por  lo  que,  antes  de  su  implementación,  es  conveniente  que  se  identifique y revise lo relativo a las emergencias fitosanitarias que contempla la  legislación de cada país.    De  los  nueve  países  miembros  del  OIRSA,  ocho  contemplan  en  su  legislación  fitosanitaria  o  en  su  reglamentación  fitosanitaria,  artículos  relativos  a  contingencias  o  a  dispositivos  nacionales  de  emergencia  contra  plagas  cuarentenarias;  sólo  República  Dominicana  en  su  Ley  de  Sanidad  Vegetal,  que  data de 1958, no incluye artículos que consideren una emergencia fitosanitaria  ante la entrada de plagas cuarentenarias. A pesar de esta falta de normatividad  fitosanitaria, debido a la entrada de la CRH en esa isla en 2002, el gobierno de  ese país implementó un programa de emergencia contra esta plaga (Serra et al.  2002).  Cabe  mencionar  que  en  Belice  y  México  se  establecieron  campañas  fitosanitarias para regular oficialmente esta plaga; mientras que El Salvador 1  y  1 Acuerdo Ministerial. Establecimiento de medidas de carácter cuarentenario para la importación y tránsito por el país de frutas y hortalizas frescas, plantas ornamentales, frutales y forestales, provenientes de países donde se encuentra presente la plaga Cochinilla rosada Maconellicoccus hirsutus (Green). D.O. No. 345, Tomo 197, del 22/10/99. Dirección General de Sanidad Vegetal y Animal (DGSVA), MAG. El Salvador. Plan de Contingencia ante un brote de CRH   Guatemala 2   cuentan  con  acuerdos  ministeriales  específicos  para  regular  la  importación  y  tránsito  de  productos  vegetales  provenientes  de  países  donde  esté presente la CRH.    4.2 Acciones a reglamentar Las  disposiciones  que  deben  estar  incluidas  en  una  reglamentación  de  emergencia son, entre otras: a) Declaratoria de emergencia fitosanitaria oficial,  sustentada  en  la  base  legal  existente  sobre  este  tema,  que  respaldará  las  acciones  fitosanitarias  que  se  ejecutarán,  las  cuales  serán  de  carácter  obligatorio;  b)  Habilitación  de  fondos  de  emergencia;  c)  Facultad  del  personal  oficial  o  técnico  para  el  acceso  a  propiedades  privadas  para  inspecciones,  control, evaluación, toma de muestras; d) Establecimiento y mantenimiento de  áreas  reglamentadas,  controladas  y  bajo  cuarentena,  y  de  zonas  tampón;  que  impliquen  la  restricción  al  movimiento  de  plantas  o  partes  de  plantas,  sus  productos o subproductos, ganado, equipo, vehículos y otras vías potenciales de  dispersión de M. hirsutus [por ejemplo mediante el establecimiento de puntos de  verificación  u  otra  opción  disponible];  e)  Destrucción  de  bienes  [por  ejemplo,  plantas  o  frutos  infestados];  f)  Requerimiento  de  tratamiento  u  otro  tipo  de  procedimiento  fitosanitario  obligatorio  en  propiedades  infestadas,  sean  estos  ejecutados por personal oficial o por los propietarios [en algunos países por ley  los  costos  de  destrucción  o  cualquier  actividad  de  control  dentro  de  las  propiedades  o  unidades  de  producción  corren  por  cuenta  del  propietario];  g)  Coordinación  y  cooperación  obligatoria  con  otras  instituciones  nacionales  y  locales, así como la asignación de recursos y responsabilidades a cada una para  atención  de  la  emergencia;  h)  Compensaciones  [si  son  necesarias];  i)  Notificación obligatoria por la ONPF de la detección de la plaga a los agricultores  y  público  en  general;  j)  Facultad  para  establecer,  notificar  y  aplicar  medidas  compulsivas  para  hacer  cumplir  la  reglamentación  fitosanitaria;  k)  Sanciones  por  no  cumplir  con  las  disposiciones  técnicas  y  operativas  consideradas  en  la  misma  legislación  o  reglamentación  fitosanitaria;  l)  Duración  de  la  reglamentación  [Norma]  oficial  de  emergencia  [en  el  caso  de  México  por  ejemplo,  son  6  meses].    En  el  Apéndice  7  se  incluye  un  modelo  de  reglamento  nacional de emergencia ante un brote de la plaga.    11     Acuerdo Ministerial No. 455-99, donde se implementan las medidas fitosanitarias para la importación de frutas frescas, plantas ornamentales, hortalizas y especies forestales, así como su tránsito internacional por el país, provenientes de países de origen y procedencia donde se encuentra presente la plaga cochinilla rosada Maconellicoccus hirsutus Green. Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación. Oficina de Normas y Procedimientos. Unidad de Normas y Regulaciones. Guatemala, 5 de mayo de 1999. 2 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 4.3 Evaluación del cumplimiento Es  aconsejable  que  durante  el  desarrollo  del  programa  de  emergencia  se  realicen  evaluaciones  del  cumplimiento  de  la  reglamentación  vigente.    En  esta  evaluación  tendrán  que  incluirse  todos  los  sectores,  incluyendo  los  gubernamentales.    Como  resultado  de  la  evaluación  podrían  sugerirse  modificaciones,  tanto  en  la  reglamentación  y  operación  técnica  del  programa,  como en los procedimientos empleados para la verificación de su cumplimiento.    V. ORGANIZACIÓN PARA LA EJECUCIÓN Es  conveniente  que  en  todos  los  países  miembros  del  OIRSA  existan  mecanismos  apropiados para afrontar la incursión de plagas cuarentenarias.  Lo recomendable es  mantener  organizado  un  equipo  multidisciplinario  de  carácter  consultivo,  por  ejemplo un “Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal” (CESV), que podría reunirse  mediante  convocatoria  del  jefe  de  la  ONPF  cuando  se  presenten  los  eventos  (brotes  con  diagnóstico  preliminar  confiable  de  plagas  cuarentenarias).    La  composición,  objetivos, facultades, responsabilidades y forma de operación de este Comité, deberán  estar  especificados  en  el  decreto  u  ordenanza  de  su  creación.    Entre  otras  responsabilidades  del  CESV  pueden  considerarse:  a)  Evaluar  el  brote  y  recomendar  las  medidas  que  deben  tomarse  [erradicación,  contención,  manejo  de  la  plaga];  b)  Elaborar  el  decreto  de  emergencia  fitosanitaria;  c)  Designar  al  grupo  básico  de  trabajo  y  establecerle  sus  funciones;  d)  Revisar  y  aprobar  el  plan  operativo  de  emergencia elaborado por el Grupo Básico de Trabajo; e) Colaborar con la gestión de  financiamiento  para  la  ejecución  del  plan  operativo  de  emergencia;  f)  Convocar  a  grupos  multidisciplinarios  de  especialistas  [protección  vegetal,  economía,  impacto  ambiental]  para  su  asistencia  [recomendaciones  técnicas]  en  el  proceso  de  toma  de  decisiones;  g)  Evaluar  el  plan  operativo  de  emergencia  en  cualquier  etapa  de  ejecución  a  fin  de  decidir  sobre  la  continuidad  del  mismo  o  sobre  cambios  en  los  objetivos  (erradicación  –  contención  a  medidas  alternativas  o  viceversa,  considerando para esto la factibilidad técnica y económica).    12   5.1 Activación de la emergencia La  emergencia  se  activa  con  la  detección  de  un  caso  sospechoso  de  CRH.   Aunque  no  se  desarrolla  todo  el  sistema,  la  logística  para  llegar  hasta  el  diagnóstico preliminar debe estar asegurada y preparadas las siguientes fases:  a) Confirmación del diagnóstico y b) Declaratoria de emergencia.    Plan de Contingencia ante un brote de CRH Durante la espera de la confirmación del diagnóstico podrán iniciarse acciones  que  no  causen  repercusiones  legales;  por  ejemplo,  acciones  de  control  para  evitar  la  dispersión  de  la  plaga  concertadas  con  los  interesados/afectados,  gestión  de  controladores  biológicos,  realización  de  encuestas  inmediatas  de  delimitación del brote mediante actividades que no necesiten de respaldo legal  (uso de trampas con feromona por ejemplo).  Es  conveniente  que  la  declaratoria  (decreto)  de  emergencia  se  haga  una  vez  recibida la confirmación del diagnóstico por un especialista o por el laboratorio  de  referencia;  sin  embargo,  si  el  diagnóstico  preliminar  es  confiable  y  se  considera  necesaria  la  implementación  rápida  de  acciones  de  erradicación  o  contención,  con  repercusiones  considerables  en  los  interesados/afectados,  tendrá que declararse la emergencia oficialmente mediante los procedimientos  establecidos, a fin de respaldar legalmente las acciones a implementar.    No  obstante,  si  la  legislación  nacional  lo  permite,  si  existe  sospecha  de  que  se  trata  de  CRH  debido  al  diagnóstico  preliminar,  deberán  implementarse,  tan  pronto  como  sea  posible,  las  medidas  que  se  consideren  necesarias,  por  ejemplo: a) Notificar a los dueños de propiedades afectadas del establecimiento  de  un  dispositivo  de  emergencia  fitosanitaria  para  erradicar  la  plaga  cuarentenaria; b) Delimitación de áreas infestadas y de zonas tampón alrededor  de las áreas infestadas; c) Destrucción de hospedantes (material infestado); d)  Establecimiento  de  medidas  provisionales  de  cuarentena  vegetal  en  áreas  infestadas; e) Medidas obligatorias de control de la plaga; f) Restricciones para  la movilización de vías (vehículos, animales, plantas) hacia afuera o a través de  lugares infestados.    13   5.2 Procedimientos para la evaluación preliminar Los datos obtenidos en la detección inicial del evento sospechoso, el diagnóstico  preliminar  y  la  confirmación  del  diagnóstico  (apartados  2.1;  2.2  y  2.3  de  este  plan), y otra información que haya sido recopilada sobre la situación del brote,  constituirán  la  información  básica  con  la  que  el  CESV  u  otro  ente  o  persona  realice la evaluación preliminar del caso.    La  prontitud  con  la  que  se  active  y  funcione  el  CESV  puede  depender  de  la  situación  del  brote  (lugar,  fecha,  severidad,  riesgo),  la  agilidad  con  la  que  se  haya  recopilado  y  confirmado  la  información  básica,  y  la  importancia  que  le  asigne al caso la autoridad administrativa de la ONPF.    El  grupo  o  persona  encargado  de  la  evaluación  preliminar  del  caso,  al  menos  debe  tener  disponible  la  información  básica  siguiente:  a)  Ubicación  geográfica  del o los brotes con detalles del sitio como: propietario, dirección o descripción  de la ruta de acceso, ubicación en un mapa, si es posible incluir latitud, longitud  Plan de Contingencia ante un brote de CRH 14   y altitud; b) Hospedantes infestados en el lugar (localización, especies, estados  fenológicos,  descripción  de  síntomas,  partes  de  las  plantas  afectadas);  c)  Extensión aproximada, impacto observado (descripción de los daños, grado de  incidencia  y  severidad,  condiciones  de  las  plantas  infestadas,  de  ser  posible  mostradas  mediante  imágenes);  d)  Forma  en  que  la  plaga  fue  detectada  e  identificada;  e)  Importaciones  recientes  de  plantas  y  productos  vegetales;  f)  Historia de la plaga en el predio o en el área (cuándo y cómo se observó la plaga  por  primera  vez,  posibles  vías  por  las  cuales  M.  hirsutus  pudo  haber  sido  introducida al lugar); g) Descripción o registros del movimiento (hacia adentro  y hacia afuera) de personas, productos (principalmente plantas y partes de las  mismas), equipos y medios de transporte, en el sitio de detección o presencia; h)  Mecanismos  de  dispersión  más  probables  en  el  área  del  brote;  i)  Condiciones  climáticas  prevalecientes,  accesibilidad,  fisiografía,  disponibilidad  de  hospedantes, grado de aislamiento del área infestada; j) Prácticas de cultivo; k)  Presencia de enemigos naturales asociados a la plaga.    La información básica recopilada deberá proporcionar los elementos para que el  CESV  o  la(s)  persona(s)  que  haga(n)  la  evaluación  preliminar,  pueda(n)  determinar  las  acciones  fitosanitarias  que  deberán  emprenderse  para  afrontar  la emergencia.    Mediante el estudio de la condición de la plaga, deberá hacerse una estimación  de:  a)  El  posible  impacto  en  el  agroecosistema  o  hábitat  vegetal;  b)  La  posible  extensión y distribución actual en el país; c) Oportunidad de la erradicación; d)  Necesidad  de  implementar  acciones  inmediatas  de  contención  y/o  control;  e)  Necesidad de un reglamento y plan operativo de emergencia; f) Disponibilidad  de  insecticidas  en  el  mercado;  g)  Necesidad  de  fondos;  g)  Indicación  sobre  las  necesidades de información suplementaria (si procede), entre otros aspectos.    En el Cuadro 1 se presentan posibles escenarios que podrían facilitar el proceso  de  toma  de  decisiones;  no  obstante,  conviene  aclarar  que  estos  son  sólo  ejemplos, ya que en la realidad o en la práctica, los casos pueden ser diferentes,  por lo que el análisis deberá hacerse según cada caso.    Debe  tenerse  presente  que  la  prontitud  en  la  recopilación  de  la  información  básica para la toma de decisiones, puede asegurar que no se pierda, si existe, la  oportunidad de erradicación de la plaga. Es recomendable que el CESV maneje  toda información concerniente al caso sospechoso y en proceso de investigación  con la debida confidencialidad.    5.3 Respuestas operacionales según situación En el caso de que la respuesta operacional sea la de erradicación, contención o  supresión a corto plazo de brotes de M. hirsutus, es recomendable que el CESV u  Plan de Contingencia ante un brote de CRH otra  entidad  encargada  de  atender  la  emergencia,  organice  la  activación  de  un  grupo básico de trabajo y designe a un coordinador.  Este grupo funcionará en  calidad  de  comando  central  de  control  de  la  plaga,  dirigido  por  un  experto  en  protección vegetal, y actuará conforme a las políticas emitidas por el CESV.    Es recomendable que el grupo básico de trabajo se establezca cerca, aunque no  dentro, del área infestada, a menos que sea un área urbana densamente poblada.   El  lugar  debe  contar  con  todos  los  recursos  básicos  necesarios  (líneas  telefónicas,  energía  eléctrica,  agua,  etc.)  y  ofrecer  condiciones  de  funcionamiento  seguras.    El  número  de  personal  de  dirección  o  coordinación  dependerá de la magnitud de la campaña.  El  Grupo  Básico  de  Trabajo  (GBT)  tendrá,  entre  otras,  las  responsabilidades  siguientes:    − Elaborar o ejecutar el plan operativo del programa de emergencia contra M.  hirsutus y modificarlo si es necesario, según lo indique el CESV;  − Asegurar que el programa de erradicación, contención o supresión a corto  plazo cumpla con los requisitos de una campaña de control exitosa;  − Designar y definir las obligaciones de los operadores, asegurando que estos  comprendan sus responsabilidades y documenten sus actividades;  − Conducir en forma apropiada las labores de vigilancia de la plaga;  − Erradicar, contener o manejar todos los brotes de M. hirsutus aplicando las  técnicas de control – erradicación aprobadas:   control químico (aplicación de plaguicidas);  control biológico (empleo de agentes de control biológico);  control  físico  y/o  mecánico  (lavados,  incineración,  enterramientos,  inundación, labores culturales, etc.);  cuarentena vegetal (delimitación de áreas, establecimiento de puntos  de control o puestos de cuarentena interna, restricción al movimiento  de  vías  de  la  plaga,  aplicación  de  tratamientos  u  otras  acciones  fitosanitarias a vías de la plaga en los puntos de control, etc.);  − Asegurar  que  los  operadores  del  programa  tengan  la  autoridad  y  preparación  apropiada  (capacitación)  para  llevar  a  cabo  sus  responsabilidades;  − Manejar finanzas y otros recursos, llevando los registros correspondientes;  − Implementar  un  sistema  de  comunicaciones  apropiado,  incluyendo  un  programa de divulgación y relaciones públicas;  − Consultar  e  involucrar  a  las  partes  afectadas,  por  ejemplo  productores,  comerciantes,  otras  oficinas  gubernamentales  y  organizaciones  no  gubernamentales,  en  lo  relativo  a  las  actividades  del  programa  de  emergencia;  − Mantener  la  coordinación  interinstitucional  necesaria  para  el  buen  desarrollo del programa;    15 Plan de Contingencia ante un brote de CRH − Implementar  un  sistema  de  manejo  de  la  información  que  incluya  mecanismos  para registro (elaborar hojas  de cálculo, para llenado de  datos  de muestreos o evaluaciones) y documentación adecuada de los datos;  − Verificar  y  evaluar  constantemente  los  procedimientos  en  los  puntos  críticos del programa;  − Realizar  las  evaluaciones  de  riesgo  (establecimiento  y  dispersión  después  del  establecimiento)  de  la  plaga,  realizar  el  análisis  de  los  datos  sobre  la  vigilancia y el control (incluyendo contención – erradicación) de la plaga;  − Revisar  (evaluar)  periódicamente  todo  el  programa  (en  programas  fitosanitarios  se  establece  un  Comité  de  Regulación  y  Seguimiento,  que  evalúa  quincenal  o  mensualmente  los  informes  técnicos  y  financieros  del  programa, para modificar o avalar cualquier actividad y revisar la condición  de la plaga sobre los diferentes cultivos).     Entre las atribuciones del Coordinador del GBT pueden estar:  − Coordinar  las  diferentes  acciones  fitosanitarias  que  se  realicen  para  afrontar  la  plaga  (encuestas,  tomas  de  muestras,  tratamientos,  controles,  etc., incluyendo la verificación de funcionamiento adecuado de los equipos  utilizados);  − Velar por el buen empleo de los recursos disponibles;  − Coordinar las actividades de capacitación y divulgación que se ejecuten;  − Revisar  constantemente  la  información  generada  para  verificar  si  el  programa de emergencia se está llevando a cabo en forma apropiada y si se  están obteniendo los resultados esperados;  − Sugerir las modificaciones tanto operativas como organizacionales que sean  necesarias  para  la  adecuada  ejecución  del  programa,  incluyendo  justificaciones sobre su continuidad o suspensión;  − Incorporar los cambios que sean necesarios dentro del programa, según lo  haya aprobado el CESV;  − Determinar  el  personal  y  los  recursos  necesarios  para  la  ejecución  de  las  diferentes actividades consideradas en el programa de emergencia;  − Designar  a  los  coordinadores  de  los  diferentes  equipos  de  trabajo  y  establecer sus responsabilidades;  − Concertar  reuniones  informativas  de  avances  del  programa  con  directivos  del sector oficial fitosanitario y productores agrícolas.  La cochinilla rosada es una plaga de difícil erradicación, principalmente por su  alto  potencial  reproductivo,  su  polifagia  y  la  dificultad  para  detectarla  en  sus  primeros estadios ninfales (ver descripción de la plaga en el Apéndice 1), por lo  que  debe  hacerse  un  análisis  minucioso  de  la  información  recopilada,  a  fin  de  reducir las posibilidades de fracasos debidos a vacíos, tanto analíticos como de  interpretación,  de  la  información.    Habrá  que  analizar  diferentes  supuestos  de  ocurrencia  de  CRH  para  decidir  por  un  programa  de  erradicación,  de  erradicación/contención, de contención o de manejo y vigilancia (en el Cuadro 1  se presentan algunos ejemplos).   16   Plan de Contingencia ante un brote de CRH     Los  recursos  necesarios  para  la  ejecución  del  programa  de  emergencia  dependerán  en  parte  del  tipo  y  magnitud  de  la  respuesta  operacional  que  se  decida  seguir  para  afrontar  la  plaga,  que  podría  estar  en  relación  con  la  extensión y localización del o los brotes.        17 Plan de Contingencia ante un brote de CRH   Cuadro 1.  Ejemplos de escenarios posibles en la ocurrencia de un brote de cochinilla  rosada (Maconellicoccus hirsutus), clasificados según se favorezca la  erradicación y/o contención, o se favorezca una medida alternativa.  FACTORES EN FAVOR DEL MANEJO Y VIGILANCIA (ALTERNATIVA) – La exportación de vegetales que  pueden ser vías de M. hirsutus no  tiene importancia significativa en  el total de exportaciones del país  FACTORES EN FAVOR DE LA ERRADICACIÓN Y/O CONTENCIÓN – Las pérdidas debidas a restricción de  exportaciones de vegetales, por  presencia de M. hirsutus, serían  cuantiosas para el país.  Esto debería  reflejarse en el análisis costo – beneficio  de la erradicación  – El área del brote es pequeña, se  – El área del brote es grande y no se  encuentra aislada por barreras naturales  encuentra aislada.  La probabilidad  y hay certeza de que la plaga no ha sido  de dispersión de la plaga a otras  dispersada por cualquier medio factible  áreas bajo riesgo es alta  a largas distancias (la plaga se encuentra  confinada)  18 – Las medidas de control disponibles para  una erradicación o contención de M.  hirsutus pueden aplicarse sin dificultad  en el área del brote  – Se detectó solamente un brote y se tiene  certeza (por investigación de  antecedentes) que este brote es el  resultado directo de una sola  introducción al país (no ha ocurrido una  dispersión secundaria)  – Las condiciones del clima imperantes no  han permitido la dispersión de la plaga  – El sitio o área del brote es de fácil acceso  y permite una adecuada y eficaz  aplicación de las medidas de control  tendientes a la erradicación y posterior  vigilancia de la plaga por si ocurren  rebrotes  – No es posible la aplicación eficaz y  a bajo costo de medidas de control  tendientes a una erradicación y/o  contención de M. hirsutus en el  área del brote  – Se detectaron varios brotes en  lugares distantes, por lo que es  muy probable que se trate de una  dispersión después del  establecimiento de la plaga en el  país.  No fue posible establecer la  ruta, vía o procedencia de la plaga  – El clima ha sido favorable para la  dispersión de la plaga  – El sitio o área del brote es  inaccesible o no permite que se  lleven a cabo labores de control  tendientes a una erradicación o  contención de la plaga      Plan de Contingencia ante un brote de CRH 5.4 Toma de decisiones en una situación de emergencia Después de haber detectado un brote de CRH, ya sea en forma preliminar o en  forma  concluyente,  se  pondrá  en  ejecución  un  programa  de  emergencia,  teniendo en cuenta al menos lo siguiente:    − Delimitar el o las áreas infestadas (en el terreno y en un mapa) y establecer  el o las áreas bajo cuarentena, controladas y reglamentadas;  − Las actividades de erradicación deberán ser ejecutadas o coordinadas por el  personal técnico del programa de erradicación;  − Erradicar  la  plaga  de  ser  posible  mediante  control  cultural  (tumba  y  quema);  − Contener la plaga mediante actividades de cuarentena vegetal (actividad de  primer orden).      Cuando  desde  un  inicio  la  decisión  que  se  tome  sea  para  una  alternativa  de  manejo y vigilancia de la plaga (ver Cuadro 1), es probable que no sea necesario  calificar la situación de emergencia.    Entre  la  información  acerca  de  M.  hirsutus  que  debería  considerarse  al  decidir  sobre  la  estrategia  a  seguir  pueden  mencionarse:  a)  Existen  experiencias  exitosas de su manejo con el control biológico clásico; b) La dispersión natural  de  la  plaga  puede  ser  lenta,  especialmente  cuando  está  asociada  con  sus  reguladores  biológicos  más  eficientes  [por  ejemplo  el  parasitoide  Anagyrus  kamali];  c)  La  plaga  puede  dispersarse  artificialmente  [por  el  ser  humano]  a  grandes distancias, especialmente en material vegetal propagativo y en flores y  follaje fresco, aunque también las aves y el ganado la pueden transportar; d) El  control químico con plaguicidas es difícil [su eficiencia dependerá del grado de  infestación, de la extensión del brote, o el tipo de hospedante]; e) Ataca una gran  variedad  de  hospedantes,  desde  hierbas  rastreras  o  de  muy  baja  altura  hasta  árboles  de  gran  tamaño;  f)  Puede  estar  asociada  en  mutualismo  con  varias  especies  de  hormigas,  las  cuales  a  cambio  de  sus  excreciones  azucaradas,  le  proporcionan  protección  de  sus  enemigos  naturales  [perturba  o  disminuye  la  efectividad  de  éstos]  y  transporte  a  sitios  de  las  plantas  donde  no  se  puede  controlar con técnicas convencionales.    19 5.5 Capacitación El  personal  que  se  involucre  en  el  programa  debe  estar  adecuadamente  capacitado  para  realizar  las  actividades  asignadas  y  cuando  sea  apropiado  debería evaluarse en el desempeño de sus funciones.  Plan de Contingencia ante un brote de CRH   La  capacitación  de  personal  nuevo  que  se  incorpore  en  las  diferentes  labores  que  contemple  el  plan  de  contingencia  debe  estar  a  cargo  de  especialistas  o  personal previamente adiestrado.    Entre los temas a tener en cuenta para la capacitación están:    − Realización  de  encuestas  (delimitación,  monitoreo  y  detección);  incluyendo el uso de materiales y equipo para esta labor;  − Reconocimiento de hospedantes;  − Técnicas de inspección y reconocimiento en campo de la plaga;  − Síntomas y daños de la plaga;  − Biología de la plaga;  − Toma, preparación y envío de muestras al laboratorio;  − Procedimientos para inspección de propiedades;  − Técnicas de control (químico y biológico)y evaluación.      20 5.6 Registros e informes A  fin  de  facilitar  la  toma  de  decisiones,  los  informes  sobre  las  actividades,  avances  y  resultados  se  enviarán  a  funcionarios  o  instituciones  involucradas.   Estas  personas,  instituciones  o  autoridades  receptoras  de  informes  sobre  las  actividades desarrolladas durante la ejecución del plan operativo de emergencia  se identificarán y seleccionarán dependiendo de la forma en que se organice y  financie el programa.  No obstante, conviene considerar entre otras a: a) Jefe del  grupo de trabajo; b) Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal; c) Autoridades  oficiales  en  el  ramo  (Ministro  o  Secretario,  Director,  Jefe  o  Encargado  de  la  ONPF, Directores o Jefes de Programas).    Si el programa de emergencia adquiere una cobertura tan amplia que implique  la  generación  de  una  gran  cantidad  de  datos,  convendría  organizar  un  equipo  dedicado a la recopilación y procesamiento de datos (área de informática), que  al  mismo  tiempo  se  dedique  a  la  elaboración  de  los  informes,  o  al  menos,  a  proporcionar lo requerido para los mismos.      5.7 Supervisión y control de calidad Es  recomendable  mantener  una  supervisión  y  control  de  calidad  sobre  los  procedimientos  que  sean  críticos  para  el  éxito  del  programa  de  emergencia.   Una  supervisión  constante  y  la  implementación  de  los  controles  de  calidad  en  Plan de Contingencia ante un brote de CRH procesos  donde  se  necesitan  estándares  altos  de  eficacia,  podrían  ser  la  clave  para la obtención de los resultados esperados.    5.8 Decisiones posteriores a la emergencia Estas  decisiones  están  relacionadas  con  la  terminación  del  programa  debido  a  que  la  plaga  se  erradicó  o  con  su  continuidad  mediante  la  conversión  del  programa  de  emergencia  en  uno  de  más  larga  duración  que  implique  actividades de manejo y vigilancia de la plaga. Los resultados obtenidos durante  el funcionamiento del programa de emergencia tendrán mucha influencia en el  tipo de decisiones que se tomen a su término.      5.9 Simulacro Es conveniente desarrollar un simulacro de brote de M. hirsutus en cada país de  la región para someter a prueba los procedimientos y el sistema como tal.  Para  esto  se  puede  aprovechar  un  brote  de  un  Pseudococcidae  en  área  urbana  y  desarrollar  todos  los  procesos  (diagnóstico,  prácticas  de  erradicación  y  monitoreo  para  determinar  presencia  o  ausencia  de  la  plaga)  que  sean  útiles  para  comprobar  la  capacidad  de  respuesta,  luego  realizar  una  evaluación  y  afinar los procedimientos donde se detecten deficiencias.  Aspectos relevantes a  evaluar en el simulacro son: a) el tiempo para la realización del diagnóstico de  laboratorio  de  la  especie  sospechosa;  b)  el  lapso  en  la  toma  de  decisiones  de  llevar  a  cabo  la  erradicación/contención  o  el  manejo  y  vigilancia;  d)  el  tiempo  para organizar el grupo de trabajo y para publicar el reglamento de emergencia  para el control de la plaga.  También convendría realizar estimaciones sobre el  tiempo que demandaría la erradicación del brote y la finalización del programa.    21 VI. COMUNICACIÓN Y DIVULGACIÓN 6.1 Políticas de comunicación y divulgación La  comunicación  en  el  programa  de  emergencia  debe  considerar  todos  los  niveles  de  interés  incluyendo  ministros,  industriales,  empresarios,  gobiernos  municipales,  agricultores,  viveristas  y  la  comunidad  en  general.    La  implementación  de  un  programa  de  emergencia  contra  M.  hirsutus  debe  considerar  desde  su  inicio,  el  desarrollo  de  una  campaña  de  divulgación  –  comunicación  que  alerte  a  los  agricultores  y  al  público  en  general  sobre  la  detección de la plaga en el área y sobre ciertas acciones fitosanitarias oficiales  Plan de Contingencia ante un brote de CRH 22 que  podrían  implementarse  a  fin de  evitar  daños  económicos  o  ambientales,  y  los impactos negativos si no se ejecutan adecuadamente las medidas de control  o erradicación.    En la NIMF Pub. No. 9 Directrices para los programas de erradicación de plagas  (CIPF‐FAO, 2006d), en lo relativo al intercambio de información, se sugiere que  antes de la realización de un programa de erradicación de plagas, se consideren  campañas  de  información  –  divulgación  al  público  (agricultores,  residentes  y  municipalidades), para promover el conocimiento y aceptación del programa.    Debe  tenerse  en  cuenta  que  la  divulgación  para  la  concienciación  tiene  dos  objetivos  principales:  informar  a  la  audiencia  sobre  la  plaga  y  suministrar  instrucciones sobre cómo puede ayudar.    Inicialmente  la  campaña  podría  enfocarse  en  informar  al  público  sobre  la  incursión  de  la  plaga,  empleando  los  medios  que  en  el  área  del  brote  se  consideren  más  eficientes  (avisos  en  los  medios  de  comunicación,  noticias  en  periódicos,  televisión  y  radio).    El  uso  de  materiales  impresos,  perifoneo,  reuniones  con  agricultores  o  líderes  comunales,  conferencias  a  técnicos  agrícolas,  podrán  ser  útiles  para  favorecer  el  acatamiento  de  medidas  fitosanitarias (incluyendo las de cuarentena) y estimularán la participación en la  detección  temprana  de  nuevos  brotes  de  la  plaga.    Dentro  del  área  bajo  cuarentena podría ser necesaria una campaña intensiva de concienciación para  informar sobre las prácticas de control y restricciones que se aplicarán.    Además,  la  oficina  de  agricultura  informará  en  forma  apropiada  a  los  agricultores  y  a  otros  sectores  interesados,  la  decisión  de  contener  la  plaga  y  ejecutar  acciones  fitosanitarias  para  el  logro  de  una  posible  erradicación.    Es  recomendable  que  a  los  agricultores  o  propietarios  de  lugares  y  cultivos  o  plantas  infestados,  se  les  imparta  una  explicación  comprensiva  sobre  las  encuestas y otras medidas que se implementarán y que pueden afectarlos.    Las  comunicaciones  oficiales  internacionales  deberán  hacerse  principalmente  para  cumplir  con  los  compromisos  contraídos  por  el  país  con  los  socios  comerciales  o  con  los  establecidos  en  acuerdos,  convenios  y  normas  internacionales (por ejemplo: CIPF‐FAO, 2006c; CIPF‐FAO, 2006e), tal como en  ellos se especifica.    Habrá  que  asegurarse  de  que  las  comunicaciones  sobre  el  programa  sean  apropiadas, precisas y oportunas, de tal forma que:  – Se  estimule  la  alerta  para  el  reconocimiento  y  reporte  inmediato  de  la  presencia de la plaga;  – Se aumente el conocimiento sobre las restricciones en el movimiento de  potenciales  vías  de  la  plaga  y  sobre  las  acciones  fitosanitarias  que  se  realizan;  Plan de Contingencia ante un brote de CRH – – Se  estimulen  el  interés  y  las  expectativas  sobre  nueva  información  acerca del programa;  Se  mantengan  el  interés  y  la  participación  de  medios  privados  de  comunicación.      Si  se  considera  necesario,  podrá  designarse  personal  para  que  se  dedique  exclusivamente a la comunicación – divulgación del programa de emergencia.    6.2 Comunicación y relaciones oficiales   Se pueden calificar como oficiales los comunicados o notificaciones con carácter  formal  que  envía  la  institución  u  organización  gubernamental  (ONPF)  a  personas,  organizaciones  o  instituciones  del  país  o  de  otros  países  y  a  organizaciones internacionales.    Los  comunicados  o  notificaciones  con  carácter  formal  u  oficial  normalmente  poseen  implicaciones  legales  o  de  cumplimiento.    Comprenden  los  que  se  dirigen  a  individuos,  empresas  o  grupos  de  personas  para  dar  a  conocer  acciones  fitosanitarias  que  se  emprenderán  y  que  pueden  afectarlos.   Comprenden  también  los  que  deben  ajustarse  a  requerimientos  (de  contenido  y/o formato) establecidos por las organizaciones o instituciones receptoras.    Tal  como  lo  establece  la  NIMF  No.  17  (CIPF‐FAO,  2006e),  las  notificaciones  de  incursiones  de  M.  hirsutus  deberían  indicar  con  claridad  lo  siguiente:  a)  la  identidad de la plaga con el nombre científico [Maconellicoccus hirsutus (Green,  1908)];  b)  la  fecha  de  la  notificación;  c)  el  o  los  hospedantes  o  artículos  afectados (según el caso); d) la condición de la plaga según la NIMF No. 8 (CIPF‐ FAO,  2006c);  e)  la  distribución  geográfica  de  la  plaga  (incluso  un  mapa  de  ser  pertinente); f) la naturaleza del peligro inmediato o potencial u otra razón que  justifique la notificación.  Las notificaciones de plagas, que en virtud de la CIPF  son obligatorias, pueden hacerse directamente a los puntos de contacto oficiales  de  los  países,  publicarse  en  un  sitio  Web  nacional  y  oficial  de  libre  acceso  o  remitirse para que se publiquen en el Portal Fitosanitario Internacional (PFI) de  la CIPF.    Si  se  prevé  que  a  raíz  de  la  incursión  de  M.  hirsutus  al  país  resultarán  consecuencias  económicas  desfavorables  de  consideración  para  determinados  sectores,  convendría  notificar  a  los  posibles  afectados:  a)  los  detalles  de  la  incursión, el nombre de la plaga, la biología, métodos de dispersión, impacto en  el  crecimiento  de  las  plantas,  posibles  impactos  en  el  comercio  nacional  e  internacional, y los medios de control que se emplean contra la plaga en otros  países;  b)  el  establecimiento  de  medidas  de  cuarentena  en  las  propiedades  afectadas;  c)  el  proceso  de  evaluación  de  oportunidades  de  erradicación  y  contención  que  llevó  o  está  llevándose  a  cabo  por  las  autoridades  oficiales;  d)  23 Plan de Contingencia ante un brote de CRH los requerimientos de participación de determinados sectores en la lucha contra  la plaga y, e) la necesidad del mantenimiento de la confidencialidad.    6.3 Comunicación y relaciones públicas   La comunicación efectiva con la población de interés es un factor clave para el  éxito de un programa de emergencia, principalmente cuando se haya propuesto  como objetivo la erradicación o confinamiento (contención) de la plaga.    Las comunicaciones al público pueden ser resúmenes de acciones, comunicados  de  prensa,  hojas  informativas,  informes  básicos  de  actividades,  etc.    Es  recomendable que estas comunicaciones estén bajo el control de la organización  oficial  responsable  del  programa  (ONPF  por  ejemplo)  y,  de  ser  posible,  sean  editados por personal técnico y administrativo autorizado.    Los resúmenes de las acciones conviene enviarlos a personas involucradas en el  programa  tales  como  agricultores  locales,  líderes  comunitarios,  etc.,  como  un  reconocimiento  por  su  asistencia  y  para  mostrar  que  su  participación  ha  sido  apreciada.    Esto  último  es  particularmente  importante  cuando  es  necesario  mantener  los  canales  de  comunicación  abiertos  por  lo  prolongado  de  la  campaña.    Estos  comunicados  requieren  de  pocos  detalles,  pero  pueden  contener fotografías y anécdotas de interés, según los destinatarios.    Los  comunicados  de  prensa  normalmente  son  pequeños  resúmenes  de  actividades  o  datos  relevantes  para  determinado  público  que  conviene  esté  informado.  No obstante, podrá ser necesario redactar comunicados de prensa  más  extensos.    Entre  la  información  (cuando  esté  disponible)  que  estos  comunicados  pueden  contener  está:  a)  Localización  general  de  la  incursión,  incluyendo  las  áreas  a  ser  alertadas  en  caso  de  dispersión  (por  razones  de  confidencialidad no deberían incluirse detalles personales de los agricultores );  b)  La  forma  en  que  se  localizó  la  plaga;  c)  Si  se  determinó  una  posible  vía  de  entrada; d) Quién está conduciendo las investigaciones sobre los mecanismos de  entrada;  e)  Cuál  es  el  estado  del  diagnóstico  de  la  plaga;  f)  Información  relevante sobre la plaga; g) Efectos potenciales en la industria y en el ambiente;  h) Si hay implicaciones en la salud pública; i) Peligros a la economía y gravedad  de  la  situación;  j)  Las  organizaciones  que  están  involucradas  (incluyendo  sus  responsabilidades);  k)  Restricciones  fitosanitarias  relevantes  y  áreas  bajo  cuarentena;  l)  Implicaciones  internacionales  en  el  comercio  debido  a  restricciones  por  la  plaga;  m)  Contactos  para  obtener  u  ofrecer  información  (teléfonos, fax, correos electrónicos, sitio Web).    Las  hojas  informativas  son  la  forma  típica  de  informar  a  grupos  selectos,  tales  como  fruticultores;  en  muchos  de  los  casos  un  resumen  de  actividades  y  resultados  será  suficiente,  en  otros  podrá  requerirse  de  más  detalles  y  se  asemejará a un artículo de revista.  24 Plan de Contingencia ante un brote de CRH     Los informes básicos de actividades podrían incluir material de un determinado  número de actividades del programa cuando ya esté en una etapa avanzada de  realización,  por  lo  que  se  podrán  acompañar  de  resultados  y  de  una  corta  interpretación de los mismos.    Si  ya  se  ha  informado  a  la  población  de  interés  sobre  la  incursión  de  la  plaga,  sobre las características de la misma y además se le han solicitado consultas o  notificaciones sobre casos sospechosos; deberá contarse con una estructura que  proporcione atención y dé respuesta adecuada a las consultas que surjan y que  recopile  los  casos  que  ameritan  seguimiento.    Algunas  opciones  que  pueden  usarse son: a) Servicios telefónicos de llamada gratuita a tiempo completo o con  horarios establecidos, atendidos por personal técnico calificado; b) Mensajes de  texto  a  una  base  de  datos  central  (por  correo  ordinario,  electrónico  por  fax,  cuyos  datos  hayan  sido  suministrados  previamente);  c)  Notas  informativas  o  entrevistas en vivo realizadas por técnicos calificados en programas locales de  radio o de televisión.    6.4 Divulgación del plan, de las acciones de emergencia y sobre la plaga La  información  general  del  plan  de  emergencia  fitosanitaria  puede  proveerse  por diferentes medios, tanto escritos como radiales y electrónicos, y debe incluir  aspectos de la plaga, las acciones fitosanitarias que se contempla desarrollar, la  cooperación  que  se  espera  de  las  personas  en  las  zonas  afectadas  y  otras  cuestiones de interés.    25   Divulgación del plan y de las acciones de emergencia Los  medios  de  comunicación  masiva  son  apropiados  para  proporcionar  información  sobre  el  programa  de  emergencia  y  las  acciones  a  implementar.   También  pueden  ser  más  efectivos  para  actividades  de  concienciación  del  público  (por  su  capacidad  de  cobertura).    La  televisión,  la  radio,  los  comunicados  de  prensa,  seminarios  públicos,  charlas  con  pequeños  grupos  locales  y  el  perifoneo,  son  medios  que  pueden  emplearse.    Para  difundir  mensajes  por  televisión  y/o  radio  es  preferible  emplear  los  canales  locales  o  comunitarios, que posean cobertura en las áreas afectadas por la plaga.    Es  de  tener  en  cuenta  que  el  éxito  de  la  campaña  de  divulgación  dependerá  también de lo oportunos que sean los mensajes, por lo que deberá seleccionarse  el momento más favorable para llevarla a cabo.  Plan de Contingencia ante un brote de CRH   Es  conveniente  identificar  la  audiencia  a  la  que  se  desea  llevar  el  mensaje,  en  parte esto dependerá de la zona o área en la que ocurra la incursión de la CRH.   Si  la  incursión  ocurre  en  áreas  de  cultivo,  los  agricultores  (propietarios),  trabajadores  agrícolas,  extensionistas,  técnicos  agrícolas  y  otros  grupos  de  interés  comunitario  podrían  ser  la  audiencia  objetivo.    Si  por  el  contrario,  la  incursión  ocurre  en  un  área  urbana,  todos  los  residentes  y  las  autoridades  locales  formarían  parte  de  la  audiencia  objetivo;  además,  las  personas,  empresas  o  instituciones  que  prestan  servicios  en  estas  zonas,  tales  como  jardineros,  proveedores  de  plantas  (viveristas),  industria  hotelera,  alcaldías  (recolección  de  basura,  mantenimiento  de  parques,  viveros  municipales)  y  público en general.  La dispersión que haya alcanzado la plaga será otro factor a  tener en cuenta para identificar la audiencia a la que debe llevarse el mensaje.    Divulgación sobre la plaga Entre los materiales divulgativos efectivos para proporcionar información sobre  M. hirsutus se encuentran anuncios llamativos, los folletos, panfletos u hojas de  datos,  carteles  o  afiches  (pósteres),  calendarios,  tarjetas  plastificadas  (de  diferentes  tamaños),  marcadores  de  libros,  calcomanías  y  otro  tipo  de  materiales de fácil distribución.    La efectividad de los materiales divulgativos estará en función de permitirle a la  audiencia  un  rápido  reconocimiento  de  la  plaga,  síntomas,  daños,  hospedantes  principales, enemigos naturales, etc.  Entre la información que debería incluirse  en estos materiales se encuentra:    – Nombre de la plaga y por qué es importante;  – Descripción física de la plaga y de los síntomas;  – Imágenes  a  color  de  la  plaga  y  de  los  síntomas  en  alguna  de  sus  hospederas preferenciales (por ejemplo, hibisco, guanábana);  – Descripción de los hospedantes y de las partes de éstos donde se puede  encontrar la plaga;  – Responsables de la elaboración del material divulgativo y la razón de la  divulgación, así como la forma de contactarse con los responsables para  obtener o proveer mayor información.    Los  materiales  que  se  elaboren  deben  cumplir  ciertos  requisitos,  entre  estos  pueden mencionarse:    – El material tiene que ser fácil de leer y entender;  – El material debe capturar la atención de quien(es) lo lea(n);  – Es  recomendable  que  la  información  se  presente  en  una  sola  hoja  de  papel, impresa en uno o en los dos lados.    26 Plan de Contingencia ante un brote de CRH VII. RELACIONES DE COOPERACIÓN Y COORDINACIÓN Por  tratarse  de  un  programa  de  emergencia  de  interés  regional  convendría  establecer las relaciones de cooperación y coordinación que se estimen necesarias.   En  el  ámbito  internacional  la  cooperación  y  coordinación  es  útil  para:  a)  confirmación  del  diagnóstico  de  la  plaga;  b)  capacitación  y  asistencia  técnica;  c)  adquisición  y  entrenamiento  en  el  uso  de  atrayentes  y  otros  productos  necesarios  para  labores  de  monitoreo,  vigilancia,  control,  diagnóstico,  de  la  plaga  y  de  organismos  asociados;  d)  adquisición,  manejo,  liberación  y  evaluación  del  impacto  de  parasitoides  y  otros  agentes  de  control  biológico.    En  el  ámbito  nacional  la  cooperación  será  beneficiosa  para  el  diagnóstico  (laboratorios  de  universidades  y  otros  centros  de  enseñanza  e  investigación);  para  la  comunicación  y  divulgación  (agencias de extensión, medios oficiales, privados y comunitarios de comunicación,  etc.); así como para la coordinación de actividades (agricultores, alcaldías).        VIII. PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA Actualmente,  la  inspección  y  el  uso  de  trampas  con  feromona  sexual  son  técnicas  que  se  emplean  para  la  realización  de  encuestas  para  M.  hirsutus.    Al  realizar  cualquier  tipo  de  encuesta,  es  preciso  tener  en  cuenta  los  hospedantes  preferenciales  del  insecto;  en  el  Caribe  por  ejemplo,  son:  Acacia  sp.,  Gossypium  hirsutum  (algodón),  Annona  muricata  L.  (guanaba  o  guanábana),  Hibiscus  rosa­ sinensis  (hibisco,  clavel  de  China,  obelisco,  pacífico)  y  Coccoloba  uvifera  (uva  de  playa) (Meyerdirk et al. 2001); en Bahía de Banderas, Nayarit, México, son: H. rosa­ sinensis, A. muricata y Tectona grandis (teca).    Al  realizar  las  encuestas,  los  lugares  recomendados  para  las  inspecciones  en  hospedantes  preferidos,  pueden  ser  entre  otros:  jardines  de  áreas  residenciales,  parques municipales, viveros (lugares donde se siembran y comercializan plantas),  parques  memoriales  (cementerios),  hoteles  y  complejos  comerciales;  plantas  a  lo  largo de los bordes de playas marítimas y plantas en campos abiertos.    Para  llevar  a  cabo  en  forma  apropiada  las  encuestas,  es  recomendable  que  se  apunten  los  métodos  que  se  emplearán  para  la  selección  de  los  lugares,  campos  y  sitios de muestreo.  Una lista de todos los lugares, campos y sitios de muestreo que  se hayan identificado, favorecería el desarrollo de las encuestas programadas.    En  el  Apéndice  1  (Descripción  de  la  plaga),  se  describen  las  técnicas  para  la  detección del insecto.    27 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 8.1 Tipos de encuestas Los  procedimientos  de  encuesta  forman  parte  de  las  acciones  de  emergencia  que  deben  establecerse  inmediatamente  después  de  detectar  una  incursión  de  cochinilla rosada.  Las encuestas a realizar pueden ser:    • De detección, para determinar la posible existencia de nuevos brotes de  cochinilla rosada en el país;    • De delimitación, para establecer los límites hasta donde se ha expandido  la  cochinilla  rosada  después  de  la  incursión,  en  diferentes  direcciones  (área infestada);    • De  monitoreo,  para  caracterizar  las  poblaciones  de  cochinilla  rosada  en  las  áreas  infestadas;  también  este  tipo  de  encuestas  pueden  emplearse  para caracterizar las poblaciones de enemigos naturales y para evaluar el  control que ejercen sobre la plaga.      28 Encuestas de detección   El  propósito  de  la  encuesta  de  detección  es  comprobar  si  M.  hirsutus  está  presente  en  un  área  determinada  y  activar  en  tiempo  y  forma  el  dispositivo  o  programa  de  erradicación.    Después  de  detectar  una  primera  incursión  de  la  plaga, es recomendable hacer una predicción sobre las áreas que presentan más  probabilidades de ser invadidas.  Estas áreas tendrán prioridad para desarrollar  en  ellas  este  tipo  de  encuestas,  que  podrán  realizarse  en  forma  visual  o  con  trampas de feromonas.    El método dirigido para la selección de lugares puede ser el más apropiado para  las encuestas de detección, pues se escogen los lugares con más probabilidad de  estar infestados por la cochinilla.  Por esta razón puede decirse que este método  se  encuentra  deliberadamente  sesgado  a  favor  del  hallazgo  de  la  plaga.    En  el  Apéndice  1  [apartado:  Dispersión  (artificial  y  natural)],  se  mencionan  las  vías  más importantes de M. hirsutus.  Un estudio sobre frecuencias de movimientos,  cantidades  y  rutas  de  movilización  de  estas  vías  podría  ser  de  utilidad  para  identificar  las  áreas  en  mayor  riesgo  de  ser  infestadas.    Las  áreas  en  las  que  podría ser más probable encontrar CRH después de una primera detección son,  entre  otras:  zonas  hoteleras,  puertos  de  cruceros  o  aeropuertos,  jardines  urbanos,  viveros,  áreas  de  producción  comercial  de  hospedantes  preferidos  (teca T. grandis, guanábana A. muricata o guayaba Psidium guajava).    Si por alguna razón no es posible considerar todos los lugares más probables de  presencia  de  la  plaga  que  se  hayan  identificado  para  la  encuesta  de  detección  Plan de Contingencia ante un brote de CRH (son  muchos  o  están  muy  dispersos);  podría  además  aplicarse  un  criterio  de  conveniencia  para  una  segunda  selección  de  dichos  lugares;  esto  significa  que  también  se  tomarían  en  cuenta  factores  tales  como  la  facilidad  de  acceso  (proximidad a carreteras y seguridad para los técnicos), economía de recursos  (combustibles,  viáticos,  tiempo),  etc.    Es  preciso  aclarar  que  lo  más  recomendable,  si  los  recursos  lo  permiten,  es  introducir  un  método  aleatorio  para realizar una segunda selección, considerando un número representativo de  todos los lugares más probables.    No obstante, para evitar un sesgo excesivo que pudiera introducir un  error  en  los  resultados,  el  plan  de  encuesta  de  detección  debería  también  incluir  algún  procedimiento completamente aleatorio (al azar) de selección de lugares.  Como  pasos pueden seguirse los siguientes: 1) Determinar el área (todo el país o parte  el  mismo)  donde  se  desea  buscar  la  plaga;  2)  Determinar  los  municipios  o  distritos  que  componen  el  área;  3)  Identificar  las  divisiones  municipales  o  distritales  que  podrían  encuestarse,  por  ejemplo,  cantones,  villas,  caseríos,  lugares  de  producción  (fincas,  haciendas),  bosques,  parques;  4)  Identificar  los  sitios dentro de cada lugar [por ejemplo campos (lotes), viveros, jardines, etc.];  5)  Seleccionar  los  “sitios  de  muestreo”  dentro  de  cada  sitio  o  campo  (por  ejemplo  enmarcados,  plantas  individuales,  transeptos,  árboles  en  los  que  se  ubicaron trampas con feromonas, surcos o hileras del cultivo, etc.), y los tipos de  recorrido que se harán en los sitios o campos (en X, W, etc.); 6) Seleccionar los  puntos de muestreo, esto es pertinente cuando se necesita escoger o recolectar  especímenes  dentro  del  sitio  de  muestreo  (no  obstante,  por  tratarse  de  una  encuesta  de  detección,  siempre  se  observará  toda  la  planta,  si  es  posible,  para  detectar  la  presencia  de  síntomas);  en  algunos  casos  puede  ser  que  el  sitio  de  muestreo sea equivalente al punto de muestreo.    Es recomendable que en el plan de la encuesta se determine el espacio muestral,  al  menos  hasta  los  lugares  de  muestreo  [numeral  3  del  párrafo  anterior)],  ya  que  este  podría  ser  el  menor  detalle  al  que  la  encuesta  podría  establecerse  desde el escritorio sin mayores complicaciones; además, deberían establecerse  anticipadamente los procedimientos que se emplearán para la selección de los  sitios dentro de cada lugar [numeral 4)], los “sitios de muestreo” dentro de cada  campo [numeral 5)]; y, de ser necesario, los puntos de muestreo[numeral 6 del  párrafo anterior)].    Tener  presente  que  en  el  procedimiento  completamente  al  azar  (aleatorio)  deben  tenerse  en  cuenta  todos  los  lugares  involucrados,  sean  estos  de  producción, de recreación, comerciales, residenciales, puntos de inspección.  Si  se  desea  determinar  el  nivel  de  confianza,  es  necesario  emplear  un  procedimiento  estadístico  para  calcular  el  número  apropiado  de  lugares  a  encuestar.    A  cada  lugar  se  le  asignará  un  código;  luego,  se  seleccionarán  mediante un método que garantice aleatoriedad, por ejemplo, la generación de  números aleatorios; después, los  lugares seleccionados deberán  incluirse en el  29 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 30   plan.  La comprensión (amplitud de contenido) de la lista general de lugares del  área considerada estará en función de la disponibilidad de los datos.    Al tener el número de lugares por cada clase (si se han seleccionado mediante  un  método  estratificado)  o  general  (si  se  han  seleccionado  con  base  en  las  probabilidades  de  infestación  o  completamente  al  azar),  o  se  ha  hecho  una  agregación de ambos, proceder a la programación (cronograma) de la encuesta.    En  el  Apéndice  5,  Literal  A,  se  incluye  un  procedimiento  que  puede  emplearse  para el cálculo del tamaño de la muestra en encuestas de detección de cochinilla  rosada.    Cuando ocurra una nueva detección de M. hirsutus, sea por muestreo directo o  con  trampas  con  feromona  sexual,  en  un  lugar  diferente  al  lugar  donde  se  detectó  por  primera  vez,  es  recomendable  aplicar  el  mismo  procedimiento  de  confirmación  del  diagnóstico  que  se  siguió  en  el  primer  caso.    Una  vez  confirmado el diagnóstico, el nuevo caso de detección deberá ser evaluado por  el CESV para determinar lo procedente.  Es preciso señalar que un nuevo caso  de  detección  de  M.  hirsutus  en  un  área  distante  de  donde  ocurrió  el  primero,  podría  tener  influencia  en  la  orientación  del  plan  de  contingencia  que  se  encuentre  en  ejecución  (especialmente  en  países  pequeños  y  cuando  la  alternativa escogida haya sido la erradicación y/o la contención).    Respecto  al  uso  de  trampas  con  feromona  sexual  sintética,  de  acuerdo  con  Vitullo  et  al.  (2007)  se  ha  mejorado  la  habilidad  para  monitorear  más  eficientemente  a  la  CRH  a  partir  de  la  identificación  y  síntesis  de  la  feromona  sexual por Zhang et al. (2004). Vitullo et al. (2007) evaluaron diferentes tipos de  trampas disponibles comercialmente con la feromona sexual sintética de la CRH  y  encontraron  que  la  tipo  Jackson  fue  la  más  eficiente  en  capturar  machos  de  CRH, además de ser más fácil para darle servicio al remplazar sólo la cartulina  con el adhesivo y poder hacer el diagnóstico o conteo en laboratorio. En EUA y  en México, ya se está usando esta técnica para detectar oportunamente nuevos  brotes de CRH en los Estados o localidades ya infestadas, así como una forma de  estimar  densidades  poblacionales  y  evaluar  el  impacto  de  las  acciones  de  manejo  de  contención.  En  el  Apéndice  5  (Sugerencias  para  procedimientos  de  encuesta)  inciso  C  (Figura  21),  se  incluyen  un  tipo  de  trampa  o  cartones  disponibles  en  el  mercado  que,  al  agregarles  la  feromona  sexual  sintética,  son  usados  para  el  monitoreo  de  la  CRH,  así  como  la  forma  de  darles  servicio  y  revisión  a  las  trampas,  forma  de  colocarlas,  procesamiento  de  machos  capturados  en  las  trampas  y  características  distintivas  al  microscopio  para  distinguir CRH de otras especies de machos de piojos harinosos (Figura 22).       Plan de Contingencia ante un brote de CRH Encuestas de delimitación Además  de  ser  un  instrumento  para  localizar  y  determinar  la  extensión  del  brote,  las  encuestas  de  delimitación  son  útiles  para  establecer  el  área  bajo  cuarentena, la zona tampón y el área controlada, en los casos en que se decida  por la contención y/o erradicación.    Las inspecciones iniciales en este tipo de encuestas estarán enfocadas en primer  lugar  a  determinar  la  extensión  del  área  que  se  someterá  a  cuarentena  (área  bajo cuarentena) y después el área a reglamentar.    El  tamaño  del  área  a  reglamentar  que  se  determine  como  necesaria  para  prevenir  la  dispersión  de  M.  hirsutus  (área  controlada,  que  incluye  a  la  zona  tampón), dependerá de factores tales como localización de la incursión (vivero,  jardines  de  ciudad,  lugar  de  producción,  isla,  etc.),  vías  de  acceso  (principalmente  carreteras,  puertos,  aeropuertos),  accidentes  geográficos  circundantes  o  que  atraviesan  el  área  (cordilleras,  desiertos,  lagos,  montañas,  ríos,  etc.),  condiciones  climáticas  imperantes  durante  la  emergencia  (vientos,  lluvia,  temperatura),  biología  de  la  plaga,  proximidad  del  área  infestada  con  otras áreas infestadas, etc.     Si  es  posible,  durante  las  encuestas  de  delimitación  es  recomendable  realizar  una retrospección para determinar de dónde provino la CRH y una proyección  al  futuro  para  identificar  las  áreas  más  probables  hacia  donde  la  plaga  podría  dispersarse (áreas en peligro) y causar daño (para la proyección puede ser útil  la  realización  de  un  ARP).    Las  consultas  con  los  propietarios  de  las  áreas  infestadas  o  administradores  de  los  lugares  de  producción  afectados,  podrían  ayudar a determinar las rutas de movilización de la plaga (plantas y productos  vegetales,  materiales  y  equipo  agrícola,  medios  de  transporte,  trabajadores,  medios naturales de dispersión, etc.).    La información obtenida en la retrospección en cuanto al origen de la incursión  y la proyección sobre la dispersión más probable de la plaga, podrían ser útiles  para determinar en forma definitiva el área bajo cuarentena.  La zona tampón se  establecerá  alrededor  del  área  de  cuarentena.  En  la  zona  tampón,  principalmente  se  implementarán  las  restricciones  (por  ejemplo  inspección,  tratamiento,  prohibición,  etc.)  para  la  movilización  de  vías  (artículos  reglamentados)  y  se  mantendrán  mientras  estas  restricciones  sean  técnica  y  económicamente justificables.    Las preguntas para la retrospección del origen de la incursión y la proyección de  dispersión  podrían  abordar  aspectos  como:  fuente  de  las  plantas para  plantar;  destinos de las plantas y productos vegetales que se hayan movilizado del área  infestada (desde la fecha en la que se estime ocurrió la incursión); localización  de lugares de  producción con los que se comparten trabajadores (por ejemplo  cortadores  o  cosechadores),  materiales,  equipos,  y  otro  tipo  de  artículos  que  31 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 32   pueden  ser  vías  potenciales  de  M.  hirsutus;  rutas  de  movilización  de  equipos  para labores agrícolas contratados en fechas recientes en el área infestada; rutas  de  movilización  de  apiarios  comerciales;  rutas  de  movilización  de  ganado  a  otras área de pastizal.    Para  determinar  la  extensión  de  la  incursión  con  un  grado  razonable  de  confianza,  deben  establecerse  estándares  mínimos  para  la  realización  de  las  encuestas  de  delimitación,  ya  que  los  datos  recopilados  de  estas  encuestas  se  usarán para identificar la primera área bajo cuarentena.  Esta área comprenderá  todas  las  localidades  donde  se  confirme  la  presencia  de  la  plaga  y  aquellas  localidades  que  se  consideren  con  más  posibilidad  de  haber  estado  expuestas  directa o indirectamente a la plaga.    Para  planificar  la  estrategia  a  seguir  en  la  encuesta  de  delimitación,  a  fin  de  lograr mayor confiabilidad, deberá tenerse en cuenta la biología de M. hirsutus  (supervivencia;  tasa  reproductiva;  influencia  de  los  factores  ambientales  en  la  dispersión,  incluyendo  en  estos  últimos  los  climáticos  y  geográficos);  plantas  hospedantes  (rango,  distribución  y  fases  fenológicas  de  los  hospedantes);  movilidad  de  productos,  gente,  animales  y  otros  artículos  que  pueden  transportar  la  plaga;  métodos  para  la  toma  de  muestras  (facilidad  en  el  reconocimiento de los síntomas, técnica de toma de muestras); análisis sobre la  predicción  de  las  áreas  con  más  probabilidad  de  ser  infestadas  (si  es  posible  mediante  un  ARP);  incidencia  esperada  si  M.  hirsutus  no  fuera  controlada.  En  todo caso, la intensidad de la encuesta será mayor cuanto más cerca se esté de  los puntos, márgenes o áreas más probables de dispersión y se reducirá con el  alejamiento; en el mismo sentido se procederá sobre los hospedantes, según se  haya observado el grado de preferencia.  Otra fuente de información que debe  considerarse  en  este  tipo  de  encuestas  son  los  trabajadores  agrícolas,  los  propietarios y/o administradores de los lugares de producción, ya que pueden  aportar  datos  sobre  la  observación  de  síntomas  sospechosos  y  sobre  posibles  hábitats donde la plaga puede encontrarse.    Ya  que  uno  de  los  propósitos  de  las  encuestas  de  delimitación  es  detectar  la  presencia de plaga, puede emplearse para el cálculo del tamaño de la muestra el  mismo  procedimiento  empleado  en  encuestas  de  detección  con  ligeras  modificaciones.    En  el  Apéndice  5,  Literal  A,  se  incluyen  sugerencias  para  calcular el tamaño de la muestra en encuestas de detección de M. hirsutus.    Encuestas de monitoreo El propósito de las encuestas de monitoreo es caracterizar las poblaciones de M.  hirsutus  en  las  áreas  infestadas;  esto  significa  determinar,  entre  otras  características,  su  incidencia  en  forma  cuantitativa  y  los  cambios  que  experimenta a través del tiempo de acuerdo a parámetros ambientales, así como  Plan de Contingencia ante un brote de CRH evaluar  la  efectividad  de  las  actividades  de  control.    Por  esta  razón  los  datos  obtenidos  de  encuestas  basadas  en  métodos  dirigidos  para  la  selección  de  lugares  podrían  resultar  sesgados  y  por  lo  tanto,  no  proveer  una  evaluación  precisa.    Uno  de  los  métodos  apropiados  para  la  selección  de  lugares  en  las  encuestas  de  monitoreo  es  el  completamente  aleatorio  (al  azar),  con  el  cual  todos los hospedantes y todos los lugares tienen igual probabilidad de resultar  electos.    En  la  toma  de  muestras  al  azar  en  encuesta  de  monitoreo,  los  lugares  y  las  plantas  se  escogerán  con  un  método  imparcial  que  reduzca  la  influencia  del  sesgo  humano;  sin  embargo,  el  método  aleatorio  podría  combinarse  con  otros  para mejorar su aplicabilidad, por ejemplo el estratificado y/o el sistemático.    En el método estratificado, las plantas hospedantes y los lugares se dividen en  grupos, los grupos pueden aún dividirse en subgrupos si es necesario; luego, se  escogen  en  forma  aleatoria  los  hospedantes  y  los  lugares  identificados  por  grupo o subgrupo.    El método sistemático puede consistir en un mapeo de los lugares a encuestar a  intervalos  regulares  de  distancia,  área  o  plantas  hospedantes.    Por  ejemplo,  examinando  las  plantas  en  los  jardines  de  cada  quinta  casa  en  el  lado  de  una  calle o los cultivos hospedantes en cada quinta propiedad en un camino vecinal,  número  de  frutos  o  ramas  por  cada  planta  o  árbol,  barridos  paralelos  en  un  lugar, etc.    Cuando  no  sea  posible  diseñar  una  aleatoriedad  antes  de  la  visita  de  campo,  podría emplearse un método simple para proporcionar dicha aleatoriedad ya en  el  lugar  de  toma  de  muestras;  por  ejemplo,  caminando  y  examinando  hospedantes o metros cuadrados (enmarcados) o lineales de hospedantes en el  lugar,  siguiendo  un  determinado  patrón  (en  “W”,  radial,  en  “X”);  tirando  los  dados;  con  papeles  y  objetos  numerados  y  luego  seleccionados  al  azar;  secuencias  o  tablas  de  números  aleatorios  o  al  azar  (incluyendo  las  generadas  por hojas electrónicas 3 ); etc.    Entre  los  casos  que  pueden  conducir  a  resultados  sesgados  se  encuentran  los  siguientes: a) el encuestador evita lugares dificultosos de encuestar o se fatiga al  experimentar una búsqueda repetitiva; b) por conteos repetidamente menores  o mayores al valor verdadero realizados por el encuestador deliberadamente o  no; c) cuando el encuestador registra los datos a partir de memorizaciones; d)  por errores en el muestreo (perturbación de la plaga inmediatamente antes de  33 3 En MS Excel 2003 (versión en español) por ejemplo, puede generarse una cantidad (muestra) de números aleatorios copiando en igual número de celdas la fórmula =ALEATORIO()*K, donde “K” es el número total de casos (puede copiarse esta fórmula en un número de celdas mayor que la muestra para eliminar los números que se repitan y utilizar siempre los primeros números hasta completar la muestra). Antes de generar la muestra, tienen que haberse numerado todos los casos desde uno hasta “K”. Plan de Contingencia ante un brote de CRH la toma de la muestra, influencias del clima, incorrecciones en la calibración de  los instrumentos, uso de feromonas equivocadas, mal manejo de la muestra).    Para calcular el tamaño de las muestras se necesitan parámetros que deben ser  comprendidos  al  menos  en  su  conceptualización.    Para  facilitar  los  cálculos  conviene involucrar a personas conocedoras de estadística para que analicen los  requerimientos.    Parámetros para calcular el tamaño de las muestras a)  Incidencia  actual.    Es  la  proporción  verdadera  de  unidades  (por  ejemplo,  sitios, hospedantes, partes de hospedantes) en un campo, área u otra población  definida, infestadas por la plaga.  b)  Incidencia  de  diseño.    Usualmente  se  basa  en  una  encuesta  preliminar,  consiste  en  la  incidencia  más  probable  de  la  plaga  en  el  campo  (se  usa  para  determinar  el  tamaño  de  la  muestra).    En  un  área  libre,  esta  incidencia  de  la  plaga  se  espera  sea  cercana  a  cero.    Para  encuestas  de  monitoreo,  que  sirven  para  caracterizar  una  población  que  se  sabe  está  presente,  la  incidencia  de  diseño  puede  variar  desde  un  valor  cercano  a  cero  hasta  el  100%.    Si  la  incidencia  de  diseño  sobrestima  en  gran  medida  la  incidencia  actual  o  real,  el  tamaño  calculado  de  la  muestra  será  muy  pequeño  para  detectar  la  incidencia  actual (sub muestreo); en caso contrario, si la incidencia de diseño subestima la  incidencia  actual,  entonces  el  tamaño  de  la  muestra  será  más  grande  del  necesario  para  detectar  la  incidencia  actual  (sobre  muestreo).    Hay  diversas  formas para cuantificar este parámetro (incidencia de diseño).  Si no es factible  predecir una incidencia de diseño representativa, habrá que escoger un nivel de  incidencia de diseño que sea aceptable para todos.  c) Incidencia calculada.  Es la incidencia que se determina mediante la encuesta  y  se  pretende  que  estime  la  incidencia  actual.    Si  se  cometen  errores  en  el  proceso  de  encuesta,  puede  ser  que  la  incidencia  calculada  no  refleje  la  incidencia actual.  d) Confianza (certidumbre).  La confianza estadística es la probabilidad de que la  incidencia actual esté dentro de los límites de la incidencia calculada.  Si no se  encontró  la  plaga  objetivo  después  de  haber  encuestado,  no  podrá  asegurarse  con el 100% de certidumbre que la plaga no está presente sin haber examinado  cada  hospedante  o  cada  parte  del  hospedante  de  la  población  (total)  definida.   En lugar de esto, se aceptará un grado de incertidumbre por las plantas o partes  de  plantas  hospedantes  o  poblaciones  definidas  que  no  se  examinaron.    La  interrelación  entre  la  confianza  y  el  tamaño  de  muestra  es  simple:  entre  más  unidades  de  la  población  definida  o  poblaciones  definidas  se  encuesten,  más  certeza habrá sobre la precisión de la incidencia general calculada.  Como regla  general,  se  considera  aceptable  un  umbral  (nivel)  de  95%  de  confianza  (certidumbre) en cuanto a que la incidencia actual esté dentro de ciertos límites  34 Plan de Contingencia ante un brote de CRH de la incidencia calculada.  En algunos casos podría ser necesaria una confianza  del  99.9%.    La  certidumbre  para  la  incidencia  usualmente  se  expresa  para  un  intervalo de confianza (IC), formado por un rango de valores dentro del cual es  más probable que ocurra la incidencia actual, con el nivel de confianza escogido.   Por  ejemplo,  una  incidencia  de  46.5%  con  una  certidumbre  del  95%,  puede  expresarse  de  la  forma  siguiente:  46.5%  (95%  IC:  44.2‐48.8%).    La  incidencia  calculada  usualmente  se  ubica  en  forma  equidistante  dentro  del  rango  de  valores, a este rango se le denomina amplitud del intervalo de confianza.  e) Precisión de métodos (sensibilidad).  Es recomendable considerar esto para la  estimación  del  tamaño  de  la  muestra,  especialmente  cuando  la  certeza  del  método no es cercana al 100%.    El  tamaño  de  muestra  estará  constituido  por  el  número  de  unidades  de  muestreo.  En el Apéndice 5, Literal B, se incluyen sugerencias para calcular el  tamaño de la muestra en encuestas de monitoreo de M. hirsutus.    Las encuestas de monitoreo pueden emplearse también para apoyar el control  de una plaga (incluyendo la erradicación).  En las Secciones E y  F del Apéndice 5  se incluyen encuestas de monitoreo para evaluar el establecimiento de Anagyrus  kamali y para evaluar el control del mismo sobre M. hirsutus.    35   8.2 Plan para la implementación de las encuestas Las encuestas específicas que se realicen para M. hirsutus, como son de carácter  oficial, deberían seguir un plan aprobado por la ONPF (CIPF‐FAO, 2006b).  Este  plan  de  encuestas  debería  incluir:  a)  definición  del  propósito  de  las  encuestas,  apoyándose en las reglamentaciones fitosanitarias que se hayan promulgado; b)  identificación  de  la  plaga  de  interés;  c)  identificación  del  alcance  (área  geográfica);  d)  establecimiento  del  período  de  realización;  e)  indicación  de  la  base estadística (nivel de confianza, número de muestras, selección y número de  sitios, frecuencia del muestreo, suposiciones); f) descripción de la metodología  de  las  encuestas  y  administración  de  la  calidad  de  las  mismas,  incluyendo  los  procedimientos de muestreo, diagnóstico y presentación de informes.    8.3 Control de calidad de las encuestas Para asegurar la fiabilidad de las encuestas, es necesario diseñar un sistema de  aseguramiento  de  la  calidad,  que  permita  verificar  si  los  encuestadores  están  cumpliendo  con  los  procedimientos  aprobados  para  la  realización  de  las  encuestas, así como para el registro de los resultados.    Plan de Contingencia ante un brote de CRH 8.4 Recopilación y procesamiento de la información de vigilancia Sugerencias sobre la información a registrar – Registrar  nombre  de  la  localidad,  región,  distrito,  municipalidad  o  entidad  federativa.  En  los  sitios  de  muestreo  en  el  campo,  se  recomienda  dejar  marcas,  aún  cuando  no  se  pretenda  regresar  al  mismo  sitio.    Puede  ser  útil  para  corroborar  datos  u  obtener  nuevas  muestras.  Dejar  marcas  con  materiales que resistan las diversas condiciones ambientales como bandas de  plástico de cierto color.  – Registrar detalles del “sitio de muestreo”. Con un georeferenciador (GPS) se  determinan  las  coordenadas  geográficas  y  la  altitud.  Otros  datos  útiles  son:  número único que le fue asignado al sitio de muestreo, referencias del lugar  (por ejemplo 35 m al sur de la casa comunal), número de plantas o distancia  sobre  la  faja  o  hilera  de  plantas  hospedantes  desde  un  sitio en  particular,  o  cualquier distintivo topográfico.  – Es  recomendable  que  cada  encuestador  cuente  con  una  libreta  con  hojas  foliadas  tipo  francés  (no  de  espiral)  para  apuntar,  y  no  mantenga  los  datos  memorizados.  Se  tomarán  datos  como  fecha  del  monitoreo,  condiciones  climáticas durante el monitoreo, detalles del lugar, nombres de las personas  (agricultores, dueños de propiedades) contacto.  – Información  que  puede  contener  un  formulario  de  reporte  de  encuesta:    a)  Nombre  del  encuestador;  b)  Ubicación  del  campo  o  lote  donde  se  tomó  la  muestra (incluyendo nombre o número del predio o localidad); c) Nombre o  número del sitio donde se tomó la muestra; d) Nombre de la plaga (común y  científico);  e)  Fecha  y  hora;  f)  Breve  descripción  de  las  condiciones  ambientales;  g)  Localización  del  sitio  de  muestreo  (por  coordenadas  obtenidas mediante un dispositivo de posicionamiento global u otro aparato  o  mediante  una  descripción  de  ubicación);  h)  Descripción  del  hábitat  (aspecto, tipo de vegetación y de suelo); i) Incidencia de la plaga (densidad de  la población según la escala que se haya determinado); j) Estadios de la plaga  observados;  k)  Síntomas  del  hospedante  por  el  ataque  de  la  plaga;  l)  Nombres  comunes  de  los  hospedantes;  m)  Área,  longitud  del  encuadrado  o  transepto  evaluado;  n)  Medidas  que  se  tomaron  o  recomendaciones  que  se  dieron; ñ) Tratamientos aplicados en el lugar; o) Comentarios adicionales.  Si  se  recolectan  especímenes,  registrar  información  sobre  indicios  de  parasitismo  (momias),  parasitoides,  hiperparasitoides  y  otros  enemigos  naturales asociados con el espécimen; descripción y número de identificación  del espécimen.  – Deben  especificarse  adecuadamente  las  unidades  de  medida  cuando  sea  necesario.    Si  las  unidades  de  medida  son  de  sistema,  debe  emplearse  el  sistema métrico.  Si se emplean valores que corresponden a una escala, debe  ofrecerse  una  explicación  sobre  la  escala.    Cuando  se  trate  de  encuestas  de  detección  y  la  plaga  no  se  encuentre,  debe  cuantificarse  el  esfuerzo  hecho;  36 Plan de Contingencia ante un brote de CRH   por  ejemplo,  número  de  plantas  examinadas  por  cada  lugar  de  muestreo,  localidades  encuestadas  donde  no  se  observó  o  detectó  la  plaga.    Tener  en  cuenta  que  la  validez  de  los  registros  negativos  depende  de  varios  factores,  tales como: a) se sabe que la plaga manifiesta signos o síntomas notorios; b)  las especies hospedantes se encuentran ampliamente distribuidas y en altas  densidades poblacionales; c) la plaga no es relativamente fácil de identificar.  – Ya sea que los datos se registren en formularios previamente elaborados o en  libretas  de  apuntes,  si  se  hace  necesaria  la  presentación  de  informes  o  análisis  estadístico  de  datos,  la  información  debería  introducirse  en  algún  programa  computacional  para  algún  tipo  de  ordenamiento  (por  ejemplo  en  hojas de cálculo).  Además, convendrá hacer los respaldos necesarios de esta  información y guardarlos en lugares separados.  – La  información  que  se  procesa  en  la  vigilancia  servirá  para:  a)  cálculos  estadísticos  básicos  tales  como  promedios,  totales  parciales  y  generales;  b)  estimación de la confianza de los datos; c) generar mapas de muestreo o de  distribución de la plaga; d) analizar el comportamiento de la plaga y evaluar  los resultados de las técnicas de control implementadas.  Los  formularios  para  el  registro  de  datos  sobre  las  actividades  de  campo  del  Programa de Emergencia se incluyen el Apéndice 8 (Formulario 1‐8).      37 8.5 Recomendaciones generales sobre la vigilancia Probablemente  la  información  sobre  una  incursión  o  brote  de  M.  hirsutus  se  origine  en  fuentes  no  oficiales,  por  esta  razón  es  recomendable  que  la  ONPF  recolecte  la  información  proveniente  de  diversas  fuentes  y  la  verifique  adecuadamente (vigilancia general).  Para esto, el personal técnico encargado de  la  vigilancia  deberá  poseer  los  conocimientos  básicos  para  emprender  labores  de reconocimiento de esta plaga en cualquier momento.  También la ONPF puede mejorar los canales de comunicación sobre incursiones  de la plaga mediante el establecimiento de incentivos para informar tales como:  a) obligaciones legislativas (para el público en general o agencias específicas), b)  acuerdos cooperativos (entre la ONPF y agencias específicas); c) uso de personal  de enlace para mejorar los canales de comunicación hacia y desde la ONPF; d)  programas de educación/concienciación pública (CIPF‐FAO, 2006b).    Una  vez  iniciada  la  ejecución  del  plan  de  emergencia  deberá  recabarse  información  sobre  posibles  incumplimientos  de  las  restricciones  y  prohibiciones  establecidas  (por  ejemplo  en  las  áreas  bajo  cuarentena)  a  fin  de  darles seguimiento.  La divulgación masiva de estas disposiciones y de la razón  de ser de las mismas, favorecerá su acatamiento por el público.      Plan de Contingencia ante un brote de CRH   Tener  presente  que  si  el  personal  encargado  de  la  ejecución  de  las  encuestas  trabaja jornadas muy largas, podría disminuirse la eficacia en el reconocimiento  de  la  plaga;  por  lo  que  es  recomendable  considerar  rotaciones  de  personal,  realización  de  trabajo  de  campo  solamente  en  una  parte  del  día  (por  ejemplo  por la mañana) y el tiempo restante dedicarlo a otras actividades (por ejemplo  para procesamiento electrónico de información, coordinación de actividades del  día siguiente, etc.).    IX. PROCEDIMIENTOS DE CONTROL 9.1 Estrategias y técnicas de control La  estrategia  a  seguir  en  cuanto  a  la  aplicación  de  las  técnicas  o  tácticas  de  control dependerá de los objetivos que se persigan en contra de la presencia de  la  plaga.  Si  el  objetivo  es  la  erradicación,  la  estrategia  probablemente  sería  realizar  una  evaluación  rápida  de  la  incursión  o  incursiones  con  base  en  muestreos  directos  de  las  plantas  con  síntomas  de  ataque  o  revisión  de  las  trampas,  seleccionar  y  emplear  las  técnicas  más  eficaces  en  la  contención  y  erradicación  de  la  plaga,  aplicarlas  en  forma  oportuna  y  con  la  intensidad  o  severidad  requerida.  Luego,  monitorear  acuciosamente  los  resultados  por  el  tiempo  que  sea  necesario  para  responder  en  forma  adecuada  a  una  posible  reinfestación  de  la  plaga.    Por  otro  lado,  si  el  objetivo  es  manejar  y  vigilar  la  plaga  en  forma  apropiada,  de  tal  manera  que  se  eviten  daños  económicos  y/o  ambientales  inaceptables,  la  estrategia  podría  consistir  en  establecer  un  programa de manejo integrado, seleccionando las técnicas que ofrezcan mejores  resultados  de  costo/eficacia  para  disminuir  las  poblaciones  de  la  plaga  a  los  niveles más bajos posibles, en un plazo razonable.    Entre las principales técnicas que pueden emplearse para controlar a M. hirsutus  se  encuentran:  a)  uso  de  plaguicidas  (control  químico);  b)  uso  de  agentes  de  control biológico y enemigos naturales; c) uso de plantas resistentes; d) empleo  de medios físicos y mecánicos; e) cuarentena vegetal (aplicación de medidas de  contención o exclusión), que puede reforzarse o auxiliarse con otras técnicas.    38 9.1.1 Uso de plaguicidas (control químico) Entre  los  plaguicidas  (insecticidas)  que  se  reportan  con  cierta  eficacia  para  el  control de M. hirsutus se encuentran: bendiocarb (258 a 1,058 g de i.a. por 378.5  L de agua); bifentrin (18.1 a 90.7 g de i.a. por 378.5 L de agua, más efectivo si se  combina con otros productos tales como acefato); clorpirifos (142 a 284 g de i.a.  por 378.5 L de agua); ciflutrin (3 a 5 g de i.a. por 15 L de agua, más efectivo si se  combina con otros productos tales como acefato); diazinon (325 a 652 g de i.a.  Plan de Contingencia ante un brote de CRH por 378.5 L de agua); fenpropatrin (136 g i.a. por 378.5 L de agua, más efectivo  si se combina con otros productos tales como acefato); diclorvos; imidacloprid  (puede  aplicarse,  con  relativa  seguridad  para  la  salud  de  las  personas  y  de  los  animales en zonas urbanas, después de la poda, extracción o destrucción de las  plantas,  dirigido a  las plantas  podadas  y  al  suelo  alrededor  de donde estaba la  planta);  dimetoato  (su  eficacia  puede  aumentarse  si  se  añade  a  la  mezcla  de  tanque  un  aceite  mineral  al  5%  más  un  emulsificante  o  si  el  insecticida  es  al  0.5% se puede agregar detergente al 1%); aceite parafínico de petróleo (1.5 al  2.0%  +  adherente  al  0.25%);  citrolina  (1.5%  +  adherente  al  2.25%);  deltametrina  (al  0.25%  +  detergente  al  1%).  En  la  mezcla,  el  detergente  remueve  los  filamentos  o  capa  cerosa  de  la  CRH  y  facilita  que  el  producto  insecticida  tenga  un  mayor  efecto  de  contacto.  En  casos  de  poda  extrema  (erradicación de plantas), se sugiere aplicar alguno de estos productos e incluso  solo  detergente  al  1.5%  a  las  ramas  o  frutos  antes  del  corte,  para  evitar  dispersar cualquier individuo de CRH.    Puede  ser  una  buena  estrategia  controlar  antes  a  las  hormigas  que  ayudan  y  protegen  a  la  CRH  de  sus  enemigos  naturales  o  que  mantienen  la  sanidad  del  sustrato  al  remover  las  mielecillas  excretadas  por  la  alimentación  de  la  CRH,  para evitar una mayor dispersión de la plaga.  Para controlar las hormigas hay  diversas opciones, se recomienda seleccionar la(s) que mejor se adapte(n) a la  situación  observada.    Si  se  usa  cualquiera  de  los  insecticidas  antes  recomendados  o  los  autorizados  en  cada  país,  estos  pueden  ser  aplicados  a  la  base  de  las  plantas  y  actuar  como  una  barrera  de  acceso  de  las  hormigas  a  la  parte aérea de las plantas.     Si los plaguicidas no son sistémicos, tienen que entrar en contacto directo con la  plaga para hacer su efecto; por consiguiente, habrá que aplicarlos en la mayor  parte  de  lugares en  los  que  la  cochinilla  se encuentre presente, incluyendo  los  hábitat protegidos, tales como grietas en la corteza, hendiduras, espacios entre  grupos  de  frutos,  debajo  de  los  cálices,  etc.  El  mayor  efecto  de  los  plaguicidas  será  contra  los  primeros  estados  ninfales  de  CRH,  ya  que  estos  no  están  cubiertos  del  todo  por  los  filamentosos  cerosos;  caso  contrario  ocurre  con  la  hembra  adulta  grávida  o  en  proceso  de  producción  de  los  huevos  que  puede  presentar el ovisaco formado de filamentos cerosos.    Las  aplicaciones  foliares  conviene  mezclarlas  con  surfactantes  o  detergentes  para mejorar la penetración del plaguicida en la cubierta cerosa de M. hirsutus.   Cuando existan hospedantes susceptibles de ser atacados por la cochinilla en las  raíces  o  tubérculos  (papa,  algunas  gramas  o  pastos,  maní,  frijoles,  algodón)  puede ser necesario aplicar al suelo plaguicidas granulados.     Adicionalmente, para tener una mejor cobertura o penetración de los productos  químicos entre el follaje o ramas, es necesario contar con equipos de aplicación  presurizados o motorizados (turbinas, mochilas, parihuelas).    39 Plan de Contingencia ante un brote de CRH 9.1.2 Uso de agentes de control biológico Las  acciones  de  control  biológico  normalmente  involucran  la  liberación  de  agentes  de  control  biológico  en  las  áreas  u  hospedantes  infestados,  con  el  propósito  que  éstos  ejerzan  un  control  sobre  M.  hirsutus.    En  el  Cuadro  2  del  Apéndice  1  se  presenta  una  lista  de  enemigos  naturales  (depredadores  y  parasitoides) de M. hirsutus. En cualquiera de los dos programas de manejo que  se decida aplicar (1. Erradicación y 2. Vigilancia y supresión), la importación y  liberación de agentes de control biológico no nativos debe realizarse siguiendo  las  Directrices  para  la  Exportación,  el  Envío,  la  Importación  y  Liberación  de  Agentes de Control Biológico y otros Organismos Benéficos (CIPF‐FAO 2006a).  Lo  anterior  se  debe  a  que,  en  ciertos  casos,  los  agentes  de  control  biológico  pueden funcionar como portadores o vías de plagas, o como hiperparasitoides o  entomopatógenos.  Por  esto,  se  debe  cumplir  con  las  reglamentaciones  fitosanitarias  para  la  importación  y  las  condiciones  de  cuarentena  antes  de  la  liberación de los agentes de control biológico.    Básicamente,  los  enemigos  naturales  de  M.  hirsutus  pueden  clasificarse  como  parasitoides  y  depredadores.    El  empleo  de  parasitoides  se  considera  un  procedimiento que ofrece resultados de control de poblaciones a bajos costos y  a  largo  plazo;  en  cambio,  el  empleo  de  depredadores  puede  presentar  una  solución  en  el  corto  plazo,  por  lo  que  su  uso  se  recomienda  cuando  se  quiere  obtener un rápido descenso de la plaga en plantas con niveles de infestación de  media  a  extremadamente  alta.  Debido  a  estas  diferencias  no  es  recomendable  efectuar  liberaciones  simultáneas  de  ambos  tipos  de  enemigos  naturales.    Por  ejemplo,  en  algunos  lugares  de  México,  donde  se  tuvieron  altos  niveles  poblacionales  de  CRH,  se  optó  primero  por  hacer  liberaciones  inundativas  del  depredador  Cryptolaemus  montrouzieri  y  posteriormente  del  encírtido  parasitoide Anagyrus kamali.  Cryptolaemus montrouzieri tiene la particularidad  de que una vez que han bajado drásticamente las poblaciones de su presa (cerca  de 3 meses después), los especímenes tienden a migrar; entonces se recomienda  iniciar  las  liberaciones  del  encírtido  parasitoide  Anagyrus  kamali,  que  va  a  trabajar  sobre  las  poblaciones  de  la  plaga  dejadas  por  el  depredador  y  podrá  mantenerse en actividad aún a bajas densidades de su hospedante, la CRH.    Por los recientes resultados satisfactorios a largo plazo obtenidos con técnicas  de control biológico clásico de la CRH en varias islas tropicales (especialmente  en  el  Caribe)  (Kairo  et  al.  2000),  además  de  otros  países  del  continente  Americano,  se  hace  una  descripción  más  a  fondo  del  control  de  la  CRH  con  el  encírtido parasitoide A. kamali.      40   Plan de Contingencia ante un brote de CRH Liberación de Anagyrus kamali Anagyrus  kamali  Moursi  (Himenóptera:  Encyrtidae)  es  uno  de  los  parasitoides  más  usados  para  el  control  de  M.  hirsutus  en  regiones  tropicales,  ya  que  mediante su empleo se han obtenido buenos resultados de control de esta plaga  en  las  islas  del  Caribe  (Kairo  et  al.  2000),  en  Belice,  en  México  y  en  USA.    En  Belice funciona un laboratorio de cría masiva de A. kamali que puede suplir de  este parasitoide a cualquier país miembro del OIRSA que lo necesite. En México  se ha establecido un laboratorio para cría masiva de este parasitoide  en  Bahía  de Banderas, Nayarit, que para 2008 llegó a tener una capacidad de producción  mensual de 2 a 4 millones de A. kamali, con lo cual puede apoyar con material  para establecer pies de cría, así como en capacitación técnica en la producción  masiva de este parasitoide 4 .  En esta región de Bahía de Banderas (Estados de  Nayarit  y  Jalisco)  se  ha  visualizado  la  importancia  de  tener  como  base  del  manejo integrado contra M. hirsutus, el uso de A. kamali.  Por ejemplo, de 2004 a  2008,  se  liberaron  en  la  región  de  Bahía  de  Banderas  25.2  millones  de  este  parasitoide,  de  los  cuales  24.75  millones  fueron  producidos  en  México  en  el  período 2006‐2008 (Santiago‐Islas et al. 2008).     Con ejemplos como el anterior, si se llegara a presentar una emergencia por una  incursión  de  M.  hirsutus  en  los  países  de  la región  donde  aún  esta  plaga  no  ha  sido  reportada,  también  se  recomienda  la  liberación  de  este  parasitoide,  que  actuará sobre los pocos individuos que hayan sobrevivido, ya sea que se esté en  un  plan  de  erradicación  –  contención  o  en  uno  de  manejo  y  vigilancia.    Este  parasitoide  se  podría  obtener  del  laboratorio  de  Belice  o  de  México  y  se  transportarían de preferencia por vía aérea y en forma apropiada (en frascos y  cajas mantenidas a 13 °C).    Si  se  utilizan  paquetes  de  gel  congelados  dentro  de  una  caja  con  aislamiento,  asegurarse  de  separar  a  los  parasitoides  del  gel  congelado  con  espuma  u  otro  material  (papel  periódico),  de  tal  forma  que  los  frascos  no  entren  en  contacto  directo con los paquetes de gel.    Los  parasitoides  deben  liberarse  en  áreas  cercanas  a,  o  sobre  las  plantas  hospedantes  infestadas  con  M.  hirsutus.    Si  es  una  propiedad  privada,  deberá  obtenerse  el  consentimiento  del  propietario;  además,  deberán  explicársele  los  objetivos de la liberación y la importancia de no podar ni asperjar la planta, ni  de  eliminar  la  plaga.    De  haber  disponibilidad,  puede  entregársele  al  dueño  el  material divulgativo apropiado y expresarle agradecimiento por la cooperación.    41 4 Cualquier comunicación o requerimiento oficial para apoyo técnico para México se debe hacer al Director en Jefe de la Dirección General de Sanidad Vegetal, SENASICA, SAGARPA. Dirección Postal: Guillermo Pérez Valenzuela No. 127, Colonia Del Carmen Coyoacán, Coyoacán, México, D.F. Código Postal 04100. Plan de Contingencia ante un brote de CRH 42   Liberar  los  parasitoides,  de  preferencia  por  la  tarde  o  muy  temprano  por  la  mañana  y  sobre  las  plantas  infestadas,  quitando  la  tapadera  del  frasco  y  amarrando el frasco firmemente a una rama principal o insertándolo  entre  las  ramas  secundarias.  Revisar  que  sobre  la  colonia  de  CRH  no  haya  actividad  protectora de hormigas que puedan interferir con la eficiencia de los enemigos  naturales  liberados;  de  presentarse  las  hormigas  se  recomienda  bloquear  el  acceso de estas a las áreas infestadas antes de realizar las liberaciones.       En  el  formulario  correspondiente  (Apéndice  8,  Formulario  4),  apuntar  la  información  siguiente:  a)  Fecha  de  liberación;  b)  Especie  y  número  de  individuos liberados; c) Nombre del propietario; d) Nombre del técnico que hizo  la  liberación;  e)  Dirección  del  lugar  (localización)  de  la  liberación  (lugar  de  producción,  campo,  calle,  número,  nombre,  cantón,  municipio,  departamento,  provincia, país); f) Coordenadas del lugar; g) Nombre de hospedante(s) y partes  infestadas; h) Nivel aproximado de infestación (incidencia) de CRH.    Es  conveniente  hacer  un  reporte  mensual  de  las  liberaciones  de  parasitoides  con  los  datos  siguientes:  a)  Fechas  de  las  liberaciones;  b)  Número  total  de  propiedades donde se liberó; c) Número total de los parasitoides liberados.    Si se toma la decisión de emplear depredadores o parasitoides, una guía para su  liberación  puede  encontrarse  en  Meyerdirk  et  al.  (2003)  y  Meyerdirk  et  al.  (2001), esta última corresponde a la versión (original) en inglés  de  la  primera  que está en español. También se puede consultar el Apéndice Técnico‐Operativo  de la Campaña contra la Cochinilla Rosada del Hibisco (Maconellicoccus hirsutus  Green) (DGSV‐SENASICA‐SAGARPA 2008) y Kairo et al. (2000).    9.1.3 Empleo de medios físicos y mecánicos Eliminación de hospedantes. Si  el  área  de  infestación  de  la  plaga  es  muy  limitada y si los hospedantes son todos herbáceos, un método de supresión de la  plaga puede consistir en destruir los hospedantes mediante chapoda, aplicación  de  herbicidas,  quema  directa,  su  remoción  o  recolección  para  enterrarlos  o  quemarlos;  en  estos  casos  todo  el  material  hospedante  debe  destruirse.  De  nuevo  la  recomendación  de  hacer  una  aplicación  de  solución  jabonosa  a  la  maleza que se va a cortar o chapodar.  Saneamiento. El  saneamiento  puede  hacerse  mediante  podas  de  las  partes  infestadas de las plantas, teniendo cuidado al cortarlas de no dispersar ovisacos  ni  rastreadores  o  cualquier  otro  estado  de  cochinilla.    Esta  práctica  no  debe  hacerse  si  las  condiciones  ambientales  (viento,  lluvia)  pueden  favorecer  la  dispersión.    El  material  tendría  que  ser  destruido  de  preferencia  en  el  mismo  sitio  (incinerado,  enterrado).  Sin  embargo,  si  el  material  vegetal  removido  mediante  la  eliminación  de  hospedantes  o  saneamiento  se  moviliza  para  Plan de Contingencia ante un brote de CRH   destruirlo en otro sitio, deberá transportarse en bolsas de plástico o cubierto en  forma hermética con lona o en contenedores cerrados que impidan el escape de  cualquier  estadio  de  M.  hirsutus  durante  el  recorrido,  para evitar  la  dispersión  de  la  plaga.    Cualquier  material  o  equipo  que  durante  el  transporte  entre  en  contacto directo con los diversos estadios de la plaga, y que se reutilice, deberá  desinfestarse  o  lavarse  en  forma  apropiada,  en  el  sitio  donde  se  destruya  el  material removido infestado.  Los sitios de destrucción de material hospedante  deben  monitorearse  periódicamente,  con  el  fin  de  detectar  a  tiempo  cualquier  sobrevivencia de la paga en los mismos.    Para la destrucción del material hospedante se emplearán tratamientos eficaces  y seguros, que permitan la eliminación total de todos los estadios de M. hirsutus,  sin posibilidades de sobrevivencia o escape durante la aplicación del mismo.     Es necesario volver a monitorear los lugares en donde se hicieron saneamientos  o  eliminación  de  hospedantes,  o  colocar  trampas  con  feromona  sexual  de  CRH  para  detectar  posibles  rebrotes  de  la  plaga.  Es  común  que  la  CRH  se  vuelva  a  establecer en los retoños de las plantas podadas, que son sus partes preferidas.  Estos  retoños  se  deben  revisar  semanalmente  y,  en  caso  de  ser  necesario,  realizar  alguna  reaplicación  o  tratamiento  profiláctico  para  eliminar  cualquier  individuo de CRH.     43 9.1.4 Cuarentena vegetal El  mayor  componente  de  esta  técnica  es  de  tipo  preventivo  con  el  objeto  de  evitar la dispersión o la introducción de M. hirsutus desde un área o hacia ella;  sin embargo, para lograr su eficacia, por lo general debe auxiliarse con técnicas  de supresión.    La  implementación  de  la  cuarentena  vegetal  se  vuelve  casi  imprescindible  cuando el objetivo es la erradicación, ya que con esto se asegura evitar el escape  de la plaga en vías, principalmente movilizadas por actividades humanas (en el  Apéndice 1 se listan las vías más importantes de M. hirsutus).    Una  evaluación  de  los  riesgos  de  dispersión  después  del  establecimiento  de  la  plaga podría ser de gran utilidad para determinar, con fundamentos técnicos, las  medidas  fitosanitarias  de  contención  necesarias  que  deben  implementarse,  así  como el grado de severidad y permanencia de las mismas.    Debe tenerse en mente que, aunque no se haya decidido por la erradicación, la  cuarentena vegetal podría también tener importancia relevante en incursiones  de  cochinilla  sin  acompañamiento  de  enemigos  naturales  eficientes,  ya  que  pueden  experimentarse  infestaciones  severas  y  aumentarse  los  riesgos  de  una  rápida  dispersión  y,  por  consecuencia,  los  daños  a  cultivos  y  al  ambiente.    No  Plan de Contingencia ante un brote de CRH   obstante,  en  este  caso,  la  cuarentena  vegetal  local  puede  suspenderse  si  se  ha  logrado  la  estabilización  de  las  poblaciones  de  cochinilla  en  niveles  bajos,  por  efecto de la introducción y establecimiento de los agentes de control biológico.    9.2 Factibilidad técnica de las estrategias y técnicas de control a emplear Las  técnicas  de  control  tienen  que  evaluarse  para  una  adecuada  toma  de  decisiones.  Los ejemplos de situaciones posibles en la ocurrencia de un brote de  M. hirsutus y otras circunstancias que se presentan en el Cuadro 1 de la Sección  5.3,  podrían  ser  útiles  en  el  estudio  de  factibilidad  técnica  de  las  medidas  de  supresión y/o contención de la plaga.      44 9.3 Evaluación y verificación de las estrategias y técnicas de control La  labor  de  evaluación  y  verificación  de  las  estrategias  y  técnicas  de  control  empleadas  contra  M.  hirsutus  (Ver  Formularios  1‐8,  Apéndice  8)  estará  orientada a determinar la pertinencia de las estrategias, a determinar y verificar  la  eficacia  de  las  técnicas  de  control,  y  a  reducir  al  mínimo  los  errores  en  su  conducción  o  aplicación;  no  obstante,  a  partir  de  esta  evaluación  podrá  determinarse también la necesidad de modificación o suspensión de las mismas.   Es recomendable que esta actividad sea coordinada por una entidad o experto  externo al programa de contención o erradicación de la CRH.       9.3.1 Evaluación y verificación de la liberación de Anagyrus kamali La  evaluación  de  los  resultados  de  control  de  M.  hirsutus  por  el  parasitoide  A.  kamali  puede  hacerse  de  tres  maneras:  a)  Documentar  la  colonización  y  establecimiento  del  parasitoide  liberado;  b)  Determinar  el  impacto  del  parasitoide  liberado  en  la  población  de  plaga;  c)  Evaluación  económica,  considerando las pérdidas actuales y potenciales por la plaga objetivo y el costo  del  programa  de  control  biológico,  que  pueden  usarse  para  desarrollar  una  relación de costo/beneficio.     Si se quiere tener un programa de control biológico exitoso tiene que lograrse el  establecimiento del agente de control biológico.  Cabe señalar que este proceso  Plan de Contingencia ante un brote de CRH requiere  de  varios  años,  por  lo  que  es  conveniente  iniciar  lo  antes  posible  el  estudio  científico  de  evaluación  del  programa  de  control  biológico.  Existen  procedimientos  de  muestreo  que  pueden  ser  útiles  para  determinar  si  liberaciones  previas  de  agentes  de  control  biológico  han  llegado  a  colonizar  y  establecerse.  La evaluación consistirá en la recolección y mantenimiento de un  porcentaje  de  parasitismo  durante  cierto  plazo.  Para  algunas  técnicas  de  evaluación  de  enemigos  naturales  se  puede  consultar  a  González  y  Pacheco  (2005), Luck et al. (1988).    Debido a que para  la evaluación del establecimiento del parasitoide liberado y  de  su  impacto  en  la  población  de  M.  hirsutus  se  emplean  encuestas  de  monitoreo, ambos procedimiento se incluyen en el Apéndice 5, Literales D, E, y F  (Apéndice 8, Formularios 1‐4).  X. EVALUACIÓN DEL PROGRAMA DE EMERGENCIA La  evaluación  del  programa  de  emergencia  en  su  conjunto  debe  hacerse  periódicamente  a  fin  de  analizar  la  información  que  se  ha  recopilado  (Ver  Formularios  1‐8,  Apéndice  8),  verificar  que  se  estén  logrando  los  objetivos  propuestos o determinar si es necesario introducir modificaciones.  Es necesario que  esta  evaluación  la  realice  un  experto  externo,  para  evitar  sesgos  en  los  resultados  alcanzados.    Si  como  objetivo  primario  se  planteó  la  erradicación  en  un  tiempo  determinado,  habrá  que  establecer  la  posibilidad  de  alcanzar  los  resultados  deseados.    Si  se  detectan  incongruencias  con  las  predicciones  iniciales,  podrá  cambiarse  la  orientación hacia un nuevo plan que contemple un programa de supresión o manejo  de la plaga.    45     XI. FINANCIAMIENTO Y EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA El  CESV  y  las  demás  autoridades  oficiales  tendrán  que  identificar  los  fondos  emergentes disponibles y los que con alguna seguridad puedan adquirirse.  Cualquier  limitación en los fondos podría reflejarse en la capacidad de acción del programa en  el  tiempo  y  el  espacio.  En  el  caso  de  M.  hirsutus  en  el  Caribe,  la  FAO  proporcionó  asistencia técnica y financiera a varias islas; de igual modo el gobierno de los EEUU  proporcionó  ayuda  técnica  y  financiera  a  otro  grupo  de  islas  como  San  Cristóbal  y  Nieves  y  Puerto  Rico.  En  México  en  2004,  cuando  se  detectó  el  brote  inicial  de  M.  hirsutus,  el  gobierno  federal  a  través  de  la  Secretaría  de  Agricultura,  Ganadería,  Desarrollo  Rural,  Pesca  y  Alimentación  (SAGARPA),  asignó  un  fondo  emergente,  al  Plan de Contingencia ante un brote de CRH     cual  posteriormente  se  le  otorgaron  más  fondos  de  parte  de  los  gobiernos  estatales  donde se presentaron las infestaciones de esta plaga.    XII.BIBLIOGRAFÍA CIPF‐FAO.  2004.  Análisis  de  Riesgo  de  Plagas  para  Plagas  Cuarentenarias,  Incluido  el  Análisis  de  Riesgos  Ambientales  y  Organismos  Vivos  Modificados.  NIMF  No.  11.  Secretaría  para  la  Convención  Internacional  de  Protección  Fitosanitaria  (CIPF).  Normas  Internacionales  para  Medidas Fitosanitarias (NIMF). FAO.   CIPF‐FAO. 2006a. Directrices para la Exportación, el Envío, la Importación y Liberación de Agentes  de Control Biológico y otros Organismos Benéficos. NIMF No. 3. Secretaría para la Convención  Internacional  de  Protección  Fitosanitaria  (CIPF).  Normas  Internacionales  para  Medidas  Fitosanitarias (NIMF). FAO.    CIPF‐FAO.  2006b.  Directrices  para  la  Vigilancia.  NIMF  No.  6.  Secretaría  para  la  Convención  Internacional  de  Protección  Fitosanitaria  (CIPF).  Normas  Internacionales  para  Medidas  Fitosanitarias (NIMF). FAO.    46 CIPF‐FAO. 2006c. Determinación de la Situación de una Plaga en una Área. NIMF No. 8. Secretaría  para la Convención Internacional de Protección Fitosanitaria (CIPF). Normas Internacionales  para Medidas Fitosanitarias (NIMF). FAO.    CIPF‐FAO. 2006d. Directrices para los Programas de Erradicación de Plagas. NIMF No. 9. Secretaría  para la Convención Internacional de Protección Fitosanitaria (CIPF). Normas Internacionales  para Medidas Fitosanitarias (NIMF). FAO.    CIPF‐FAO. 2006e. Notificación de Plagas. NIMF No. 17. Secretaría para la Convención Internacional  de  Protección  Fitosanitaria  (CIPF).  Normas  Internacionales  para  Medidas  Fitosanitarias  (NIMF). FAO.    CIPF‐FAO.  2007.  Marco  para  el  Análisis  de  Riesgo  de  Plagas.  NIMF  No.  2.  Secretaría  para  la  Convención  Internacional  de  Protección  Fitosanitaria  (CIPF).  Normas  Internacionales  para  Medidas Fitosanitarias (NIMF). FAO.   DGSV‐SENASICA‐SAGARPA. 2008. Apéndice Técnico‐Operativo de la Campaña Contra la Cochinilla  Rosada  del  Hibisco  (Maconellicoccus  hirsutus  Green).  Dirección  General  de  Sanidad  Vegetal,  Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria, Secretaría de Agricultura,  Ganadería,  Desarrollo  Rural,  Pesca  y  Alimentación  (DGSV,  SENASICA,  SAGARPA).  MÉXICO,  D.F.  GONZÁLEZ  HERNÁNDEZ,  H.,  C.  PACHECO  SÁNCHEZ.  2005.  Métodos  de  Evaluación  de  Enemigos  Naturales. Pp: 87‐96. En: Memorias XVI Curso Nacional de Control Biológico. Jorge E. Ibarra  Rendón y Ma. Cristina Del Rincón Castro (eds.). Sociedad Mexicana de Control Biológico, A.C.  San Miguel de Allende, Guanajuato, México. Del 14 al 16 de noviembre de 2005.  HALL,  D.G.,  A.  RODA,  S.L.  LAPOINTE,  K.  HIBBARD.  2008.  Phenology  of  Maconellicoccus  hirsutus  (Hemiptera:  Pseudococcidae)  in  Florida  based  on  attraction  of  adult  males  to  pheromone  traps. Florida Entomologist 91(2): 305‐310.  JONES,  M.T.  1998.  An  Update  on  Activities  in  Trinidad  and  Tobago  with  Respect  to  the  Regional  Action  Programme  for  Control  of  the  Hibiscus  (Pink)  Mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  Plan de Contingencia ante un brote de CRH (Green) in the Caribbean. pp: 89‐94. In: Management Stratgies for the Control of the Hibiscus  Mealybug.  Proceedings  of  the  1st  Seminar  on  the  Hibiscus  Mealybug.  C.  Persad  and  D.  Johnston (eds). Ministry of Agriculture, Land and Marine Resources, Port Spain, Trinidad.  KAIRO, M.T. K., G.V. POLLARD, D.D. PETERKING, V.F. LOPEZ. 2000. Biological control of the hibiscus  mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  Green  (Hemiptera:  Pseudococcidae)  in  the  Caribbean.  Integrated Pest Management Reviews 5: 241‐254.  LUCK,  R.F.,  B.M.  SHEPARD,  P.E.  KENMORE.  1988.  Experimental  methods  for  evaluating  arthropod  natural enemies. Annu. Rev. Entomol. 33: 367‐391.   McMAUGH, T.  2005.  Guidelines for surveillance for plant pests in Asia and the Pacific.  Canberra,  Australia.    Australian  Centre  for  International  Agricultural  Research  (ACIAR).    188  p.   Disponible en Internet: http://www.aciar.gov.au/web.nsf/doc/ACIA‐6HZ3TK.  MEYERDIRK,  D.  E.,  R.  WARKENTIN,  B.  ATTAVIAN,  E.  GERSABECK,  A.  FRANCIS,  M.  ADAMS,  G.  FRANCIS.    2003.    Manual  del  proyecto  para  el  control  biológico  de  la  cochinilla  rosada  del  hibisco.  Trad. IICA.  2ed.  San José, Costa Rica.  USDA – IICA.  P. irr.  Archivo PHM_Espanol.pdf.   194  P.    Disponible  en  Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.  MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G.  FRANCIS.  2001.  Biological control Pink Hibiscus Mealybug project manual.  USDA.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/PHM_Chapters.htm  MICHAUD,  J.P.,  G.A.  EVANS.  2000.  Current  status  of  the  pink  hibiscus  mealybug  in  Puerto  Rico  including a key to parasitoid species. Florida Entomologist 83: 97‐101.   MILLER, D.R., A. RUNG, G.L. VENABLE, R.J. GILL, D.J. WILLIAMS. 2007. Mealybugs. In: Scale Insects.  Systematic  Entomology  Laboratory‐ARS,  Center  for  Plant  Health  Science  and  Technology,  National Identification Service‐APHIS‐USDA.  PERSAD,  A.,  A.  KHAN.  2002.  Comparison  of  life  table  parameters  for  Maconellicoccus  hirsutus,  Anagyrus kamali, Cryptolaemus montrouzieri and Scymnus coccivora. BioControl 47: 137‐149.  RANJAN, R. 2006. Economic impacts of the pink hibscus mealybug in Florida and the United States.  Stock Environ. Res. Risk Assess 20: 353‐362.   SANTIAGO‐ISLAS,  T.,  A.  ZAMORA‐CRUZ,  E.A.  FUENTES‐TEMBLADOR,  L.  VALENCIA‐LUNA,  H.  ARREDONDO‐BERNAL.  2008.  Cochinilla  rosada  del  hibiscus,  Maconellicoccus  hirsutus  (Hempitera: Pseudococcidae). Cap. 15. Pp: 177‐190. En: Casos de Control Biológico en México.  H.C.  Arredondo‐Bernal  y  L.  A.  Rodriguez  del  Bosque  (eds).  Ed.  Mundi  Prensa.  México.  D.F.  México.  SERRA, C.A., C.A. NUÑES Y A. GARCIA. 2002. El control natural y biológico de una plaga invasiva en  la  República  Dominicana:  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  (Hemiptera:  Sternorryncha:  Pseudococcidae).  Instituto  Dominicano  de  Investigaciones  Agropecuarias  y  Forestales  (IDIAF), UNIV. NAC. PEDRO HENRIQUEZ URAÑA (UNPHU). Datos sin publicar.   SIAP.  2007.  Aguacate.  Anuario  Estadístico  de  la  Producción  Agrícola.  Sistema  de  Información  Agrícola y Pecuaria (SIAP), SAGARPA, México. http://www.siap.sagarpa.gob.mx/.  SIAP. 2007. Mango. Anuario Estadístico de la Producción Agrícola. Sistema de Información Agrícola  y Pecuaria (SIAP), SAGARPA, México. http://www.siap.sagarpa.gob.mx/.  47 Plan de Contingencia ante un brote de CRH VITULLO, J., S. WANG, A. ZHANG, C. MANNION, J.C. BERGH. 2007. Comparison of the sex pheromone  traps for monitoring pink hibiscus mealybug (Hemiptera: Pseudococcidae). J. Econ. Entomol.  100(2): 405‐410.    ZHANG,  A.,  D.  AMALIN,  S.  SHIRALI,  M.S.  SERRANO,  R.A.  FRANQUI,  J.E.  OLIVER,  J.A.  KLUN,  J.A.  ALDRICH,  D.E.  MEYERDIRK,  S.L.  LAPOINTE.  2004.  Sex  pheromone  of  the  pink  hibiscus  mealybug, Maconellicoccus hirsutus, cantains an usual cyclobutanoid monterpene. Proc. Nac.  Acad. Sci. USA 101: 9601‐9606.        48 APÉNDICES 49 APÉNDICE 1 DESCRIPCIÓN DE LA PLAGA OIRSA Hoja de Datos de Maconellicoccus hirsutus (Green, 1908)   San Salvador, El Salvador, 2010.  Primera edición  Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA).  Hojas de Datos sobre Plagas Cuarentenarias    Reconocimientos:   50 IDENTIDAD Nombre Maconellicoccus hirsutus (Green, 1908)  Sinónimos Phenacoccus hirsutus Green, 1908  Maconellicoccus perforatus (DeLotto) DeLotto, 1964  Pseudococcus hibisci Hall, 1921  Spilococcus perforatus De Lotto, 1954  Phenacoccus quaternus Ramakrishna Ayyar, 1921  Phenacoccus glomeratus Green, 1922  Paracoccus pasaniae Borchsenius, 1962  Maconellicoccus pasaniae (Borchsenius) Tang, 1992  Posición taxonómica Filum: Arthropoda  Clase: Insecta  Orden: Hemiptera  Suborden: Sternorrhyncha  Superfamilia: Coccoidea  Familia: Pseudococcidae    Apéndice 1. Descripción de la plaga     Nombres comunes Español: Cochinilla rosada  Cochinilla rosada del hibisco  Inglés: Pink hibiscus mealybug  Hibiscus mealybug  Pink mealybug  Hirsutus mealybug  Grape mealybug  Mulberry mealybug  Código Bayer PHENHI  Notas sobre taxonomía y nomenclatura En CABI (2005) se menciona que Maconellicoccus hirsutus fue descrita como Phenacoccus hirsutus  por  Green  en  1908,  de  ejemplares  de  India.    Ezzat  en  1958  la  designó  como  una  especie  tipo  del  género Maconellicoccus.  Williams (1996) señala que este género está integrado por ocho especies  (cuatro  nativas  de  Australia,  una  de  África,  dos  del  sur  de  Asia  y  una  de  Nepal).    Meyerdirk  et  al.  (2003)  listan  nueve  especies:  1)M.  tasmaniae  (Williams,  1985);  2)  M.  ugandae  Srivastava,  S.C.,  Kumar, P., Mishra, Y.D. & Jaiswal, A.K.; 3) M. australensis Podoler, H., Bar‐Zacay, I. & Rosen, D.; 4) M.  lanigerus  (Fuller,  1897);  5)  M.  leptospermi  (Williams,  1985);  6)  M.  hirsutus  (Green,  1908);  7)  M.  multipori (Takahashi, 1951);  8) M. ramchensis Williams, 1996; 9) M. pasaniae, esta última  especie  incluida en la sinonimia de M. hirsutus en CABI (2005).    En  CABI  (2005)  se  aclara  que  en  1908,  Green,  en  su  descripción  de  la  especie,  incluyó  material  originario de Tasmania que ahora se cataloga como de una especie separada (M. tasmaniae).    Ezzat  en  1958,  diferenció  el  género  Maconellicoccus  de  Paracoccus,  por  las  siguientes  características:  presencia  en  la  hembra  adulta  de  una  pseudo  articulación  en  el  noveno  segmento  terminal  de  la  antena;  presencia  en  las  patas  anteriores  de  “digitulus”  tarsales  desiguales  y  presencia de pequeños conductos tubulares de cuello oral en las partes ventral y dorsal del cuerpo  (Meyerdirk et al. 2001).      51 Apéndice 1. Descripción de la plaga HOSPEDANTES Hospedantes primarios: Abelmoschus  esculentus  (Okra),  Allamanda  (Trompeta  amarilla),  Alpinia  purpurata  (Jengibre  rojo)  [Red  ginger],  Annona  (Anona),  Annona  muricata  (Guanábana)  [guanaba,  soursop],  Annona  squamosa  (Anona)  [anona  blanca,  sugarapple],  Artocarpus  (Árbol  de  pan)  [breadfruit  trees],  Averrhoa  carambola  (carambola),  Boehmeria  nivea  (Ramio)  [ramie],  Bougainvillea  (Veranera)  [bugambilia],  Cajanus  cajan  (Gandul)  [guandú,  frijol  caballero,  frijol  arveja,  pigeon  pea],  Citrus  (Cítricos), Glycine max (Soya) [soja, frijol soya, soyabean], Gossypium (Algodón) [cotton], Gossypium  arboreum (Algodón arbóreo) [cotton, tree], Gossypium herbaceum (Algodón herbáceo) [short staple  cotton],  Gossypium  hirsutum  (Algodón)  [algodonero,  Bourbon  cotton],  Hibiscus  (Hibisco)  [rosemallows], Hibiscus cannabinus (Kenaf), Hibiscus rosa­sinensis (Hibisco) [Rosa de China, China‐ rose], Hibiscus sabdariffa (Rosa de Jamaica) [Jamaica, sorrel], Malpighia glabra (Acerola), Manilkara  zapota  (Níspero)  [chico  zapote,  sapodilla],  Morus  (Árbol  de  mora)  [mulberrytree],  Morus  alba  (Mora)  [morera,  morera  blanca],  Musa  x  paradisiaca  (Plátano)  [plantain],  Passiflora  edulis  (Granadilla)  [pasionaria,  passionfruit],  Persea  americana  (Aguacate)  [palta,  avocado],  Samanea  saman  (Carreto)  [samán,  cenicero,  carreto  negro,  cenízaro,  genícero,  genízaro,  guachapalí,  rain  tree], Sida acuta (Escobilla) [sida], Spondias mombin (Jocote) [purple mombin], Spondias purpurea  (Jocote),  Tectona  grandis  (Teca)  [teak],  Theobroma  cacao  (Cacao)  [cocoa],  Vitis  vinifera  (Uva)  [grapevine]  (CABI  2005).    En  el  Manual  Técnico‐Operativo  contra  la  CRH  en  México  (DGSV,  SENASICA,  SAGARPA,  2008)  se  incluyen  otros  hospedantes  importantes  adicionales  a  algunos  descritos en la lista anterior como: Amaranthus retroflexus (amaranto), Arthrocarpus heterophyllus  (yaca), Byrsonima crassifolia (nanche, nance), Mangifera indica (mango), Phaseolus vulgaris (frijol) y  Psidium guajava (guayabo).     52 Hospedantes secundarios: Abutilon  indicum  [country  mallow],  Acacia  (Acacia)  [wattles],  Acalypha  [Copperleaf],  Acanthus  ilicifolius,  Albizia  lebbeck  [Indian  siris],  Angelica,  Annona  cherimola  (Chirimoya)  [cherimoya],  Annona  reticulata  (Anona  corazón)  [anona  redecilla,  corazón  de  buey,  anona  colorada,  bullock's  heart,  custard  apple],  Anthurium  (Anturios),  Arachis  hypogaea  (Maní,  cacahuate)  [groundnut],  Aralia  (Aralia),  Artocarpus  altilis  (Árbol  de  pan)  [breadfruit],  Asparagus  officinalis  (Espárrago)  [asparagus], Azadirachta indica (Árbol de neem) [neem tree], Bauhinia, Beta, Bignonia, Boehmeria,  Brassica  oleracea  (Repollo,  Colifror)  [cabbages,  cauliflowers],  Capsicum  annuum  (Chile  pimiento)  [bell  pepper],  Ceiba  pentandra  (Ceiba)  [kapok],  Ceratonia  siliqua  (Algarrobo)  [locust  bean],  Chenopodium  album  (Chuela)  [cenizo  blanco,  fat  hen,  lambsquarters,  goosefoot,  wild  spinach],  Chrysanthemum  (Crisantemo)  [daisy],  Chrysanthemum  coronarium,  Citrus  aurantiifolia  (Lima)  [lime],  Citrus  x  paradisi  (Toronja)  [grapefruit],  Clitoria  ternatea  (Conchita  azul)  [Butterfly‐pea,  Kordofan  pea,  Asian  pigeonwings],  Codiaeum  variegatum  (Croto)  [croton],  Coffea  (Café)  [coffee],  Coffea  arabica  (Café  arábigo)  [arabica  coffee],  Colocasia  (Malanga),  Corchorus  (Yute)  [jutes],  Corchorus capsularis (Yute blanco) [white jute], Corchorus olitorius (Yute) [jute], Cosmos, Crotalaria  (Chipilín),  Cucumis  sativus  (Pepino)  [cucumber],  Cucurbita  (Pipián),  Cucurbita  moschata  (Zapallo)  [calabaza  tropical,  pumpkin],  Cucurbita  pepo  (Calabacín)  [ornamental  gourd],  Dahlia  (Dalia),  Diospyros kaki (Persimon) [persimmon], Dodonaea viscosa [switch sorrel], Duranta, Erythrina spp.  (Pito),  Erythrina  variegata  (Pito)  [Indian  coral  tree],  Ficus,  Ficus  benghalensis  (Banyan)  [baniano,  banyan], Ficus benjamina (Laurel de la India) [Benjamina fig], Ficus carica (Higo) [fig], Ficus elastica  Apéndice 1. Descripción de la plaga (Palo  de  hule)  [rubber  plant],  Ficus  platyphylla,  Ficus  semicordata,  Gliricidia,  Grewia,  Helianthus  annuus (Girasol) [sunflower], Heliconia, Hevea brasiliensis (Caucho) [árbol de hule, rubber], Hibiscus  elatus  (Majagua)  [blue  mahoe],  Hibiscus  manihot  (Pajiza)  [Hibiscus  root],  Hibiscus  mutabilis,  Hibiscus  schizopetalus,  Hibiscus  tiliaceus  (majagua  de  marismas)  [coast  cottonwood],  Ixora,  Jacaranda, Jasminum sambac, Lactuca sativa (Lechuga) [lettuce], Lantana camara (Cinco negritos)  [lantana],  Leucaena,  Leucaena  leucocephala  (Leucaena),  Lycopersicon  esculentum  (Tomate)  [tomato],  Macaranga,  Malus  sylvestris  [crab‐apple  tree],  Mangifera  indica  (Mango),  Manihot  esculenta  (Yuca,  mandioca)  [cassava],  Medicago  sativa  (Alfalfa)  [lucerne],  Mimosa  pudica  (Dormilona)  [sensitiva,  sensitive  plant],  Musa  (Banano)  [guineo,  banana],  Mussaenda,  Myrtus  communis  (Mirto)  [myrtle],  Nerium  oleander  (Narciso)  [adelfa,  baladre,  mataburro,  oleander],  Opuntia  (Cacto)  [nopal,  pricklypear],  Parkinsonia  aculeata  (Palo  verde)  [espina  de  Jerusalem,  Mexican palo‐verde], Parthenium hysterophorus (Artemisilla) [Parthenium weed], Passiflora, Persea,  Phaseolus  vulgaris  (Frijol  común)  [common  bean],  Phoenix  dactylifera  (Palma  dátil)  [date‐palm],  Phoenix  sylvestris,  Phyllanthus  niruri  (Chancapiedra)  [Stone  breaker,  seed‐under‐the‐leaf],  Prunus  domestica  (Ciruela)  [plum],  Psidium  guajava  (Guayaba)  [guava],  Punica  granatum  (Granada)  [pomegranate],  Quisqualis,  Rhododendron  (Azalea),  Robinia  pseudoacacia  (Falsa  acasia)  [Robinia,  black  locust],  Saccharum  officinarum  (Caña  de  azúcar)  [sugarcane],  Senna  siamea  (Casia  de  Siam)  [Thailand shower], Spondias dulcis (Jocote), Spondias mombin (Jocote) [hog plum], Syzygium cumini  (Ciruelo negro) [guayabo pesgua, Java plum, black plum], Tephrosia, Terminalia catappa (Almendro  de  playa)  [almendro  de  la  India,  Singapore  almond],  Tetracera,  Thespesia  lampas,  Xanthosoma  (Ñame) [cocoyam], Zea mays (Maíz) [maize], Ziziphus mauritiana (Yuyuga) [perita haitiana, jujuba,  jujube] (CABI 2005).     53 Notas sobre hospedantes • M. hirsutus ataca  a  más de 200 géneros de plantas en  70 familias distintas, muchos de  los  cuales son de importancia económica, entre estos se encuentran árboles forestales, árboles  frutales,  plantas  ornamentales,  tubérculos  y  hortalizas  (Meyerdirk  et  al.  2001),  así  como  especies vegetales silvestres, arvenses o de bosques tropicales y semitropicales.   En  el  Apéndice  4  de  este  plan  de  contingencia  se  presenta  una  lista  ampliada  de  hospedantes  de  M.  hirsutus,  gran  parte  de  los  cuales  se  encuentra  presente  en  el  área  centroamericana.      •   DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA De las especies del género Maconellicoccus, la CRH (M. hirsutus) es la única de distribución mundial  (Meyerdirk  et  al.  2003).    En  CABI  (2005)  se  presenta  para  esta  plaga  la  distribución  geográfica  siguiente:     Asia    Bangladesh,  presente  (nativa);  Brunei  Darussalam  presente;  Camboya,  presente  (nativa);  China,  presente  (nativa);  Guangdong  China,  presente  (nativa);  Hong  Kong  China,  presente;  Macao  China,  presente;  Shanxi  China,  presente  (nativa);  Taiwán,  presente;  Xizhang  (China),  presente  (nativa);  Yunnan China, presente (nativa); India, presente (nativa); Andaman e Islas Nicobar India, presente  Apéndice 1. Descripción de la plaga (nativa);  Andhra  Pradesh  India,  presente  (nativa);  Assam  India,  presente  (nativa);  Bihar  India,  presente  (nativa);  Deli  India,  presente  (nativa);  Gujarat  India,  presente  (nativa)  Punjab  India,  presente  (nativa);  Karnataka  India;  presente  (nativa);  Kerala  India,  presente  (nativa);  Madya  Pradesh  India,  presente  (nativa);  Maharashtra  India,  presente  (nativa);  Orissa  India,  presente  (nativa); Tamil Nadu India, presente (nativa); Tripura India, presente (nativa); Uttar Pradesh India,  presente  (nativa);  Bengal  Oeste  India,  presente  (nativa);  Indonesia,  presente;  Java  Indonesia,  presente;  Nusa  Tenggara  (Islas  Sunda  Menores)  Indonesia,  presente;  Papúa  Barat  Indonesia,  presente; Sulawesi Indonesia, presente; Sumatra Indonesia, presente; Japón, presente; Archipiélago  Ryukyu  (islas  Amami,  islas  Okinawa  e  islas  Sakishima)  Japón,  presente;  Laos,  presente  (nativa);  Líbano, presente; Malasia, presente (nativa); Malasia Peninsular, presente (nativa); Islas Maldivas,  presente (nativa); Myanmar, presente (nativa); Nepal, presente (nativa); Omán, presente; Pakistán,  presente  (nativa);  Filipinas,  presente;  Arabia  Saudita,  presente;  Singapur,  presente  (nativa);  Sri  Lanka, presente (nativa); Tailandia, presente (nativa); Emiratos Árabes Unidos, presente; Vietnam,  presente (nativa); Yemen, presente; Socotra o Socotora Yemen, presente.  África Argelia,  presente;  Benín,  presente  (introducida);  Burkina  Faso,  presente  (introducida);  Camerún,  presente  (introducida);  República  Centroafricana,  presente  (introducida);  Chad,  presente  (introducida);  República  Democrática  del  Congo,  presente  (introducida);  Congo,  presente  (introducida);  Costa  de  Marfil,  presente  (introducida);  Egipto,  presente  (introducida);  Gabón,  presente  (introducida);  Gambia,  presente  (introducida);  Kenia,  presente  (introducida);  Liberia,  presente  (introducida);  Níger,  presente  (introducida);  Nigeria,  presente  (introducida);  Senegal,  presente (introducida); Seychelles, presente (introducida); Somalia, presente (introducida); Sudán,  presente  (introducida);  Tanzania,  presente  (introducida);  Zanzíbar  Tanzania,  presente  (introducida); Zambia, presente (introducida).  Centro América y el Caribe Anguila,  presente  (introducida);  Antigua  y  Barbuda,  presente  (introducida);  Aruba,  presente  (introducida); Bahamas, presente (introducida); Barbados, presente (introducida); Belice, presente  (introducida);  Islas  Vírgenes  Británicas,  presente  (introducida);  Curazao,  presente  (introducida);  Dominica,  presente  (introducida);  República  Dominicana,  presente  (introducida);  Granada,  presente  (introducida);  Guadalupe,  presente  (introducida);  Haití,  presente  (introducida);  Jamaica,  presente;  Martinica,  presente  (introducida);  Montserrat,  presente  (introducida);  Antillas  Holandesas,  presente  (introducida);  Puerto  Rico,  presente  (introducida);  San  Cristóbal  y  Nieves,  presente  (introducida);  Santa  Lucía,  presente  (introducida);  San  Vicente    y  Las  Granadinas,  presente  (introducida);  San  Martín,  presente  (introducida);  Trinidad  y  Tobago,  presente  (introducida); Islas Vírgenes de los Estados Unidos, presente (introducida).  Norte América México (Baja California, Jalisco, Nayarit), presente (introducida);EUA., presente (introducida);  California EUA, presente (introducida); Florida EUA, presente (introducida); Hawai EUA, presente  (introducida).    54 Apéndice 1. Descripción de la plaga Sur América Guyana Francesa, presente (introducida); Guyana, presente (introducida); Surinam, presente  (introducida); Venezuela, presente (introducida).      Oceanía   Australia,  presente  (introducida);  Territorio  del  Norte  australiano,  presente  (introducida);  Queensland  Australia,  presente  (introducida);  Australia  Meridional,  presente  (introducida);  Australia  Occidental,  presente  (introducida);  Palaos,  presente;  Estados  Federados  de  Micronesia,  presente  (introducida);  Guam,  presente  (introducida);  Papúa  Nueva  Guinea,  presente;  Samoa,  presente  (introducida);  Islas  Salomón,  presente;  Tonga,  presente  (introducida);  Tuvalu,  presente  (introducida); Vanuatu, presente; Territorio de las Islas del Pacífico, presente (introducida).  Notas sobre distribución geográfica   En  CABI  (2005)  se  cita  que  M.  hirsutus  probablemente  es  originaria  del  sur  de  Asia  y  ha  sido  introducida accidentalmente a otras partes del mundo (más recientemente en California y Florida,  EUA; México y el Caribe), se agrega que no existen razones de por qué la plaga no ha sido capaz de  colonizar el sur de Europa y partes del Medio Oriente, donde aún no se ha reportado (por ejemplo  Israel).      55 BIOLOGÍA, ECOLOGÍA Y HÁBITOS Biología En CABI (2005) se cita que en algunos lugares (Egipto; Bihar, India,) la reproducción principal de M.  hirsutus  se  ha  reportado  como  partenogénica;  sin  embargo,  en  Bengala  Occidental,  India,  se  ha  registrado el tipo de reproducción sexual (biparental) como la principal (Ghose 1972), por lo que se  considera este tipo de reproducción el predominante en las islas del Caribe [y por consecuencia en  América].  Algunos investigadores asumen que la reproducción de la cochinilla está restringida al  ámbito  sexual  (Chong  et  al.  2008),  con  una  relación  entre  sexos  de  aproximadamente  1:1  (Meyerdirk et al. 2003,).    De  acuerdo  con  Persad  y  Khan  (2002)  M.  hirsutus  produce  un  promedio  de  178  huevos  (con  un  máximo  de  280  huevos)  durante  su  vida.  Aunque  también  hay  reportes  de  posturas  por  hembra  adulta  de  M.  hirsutus  de  84‐654  huevos  (Ghose,  1972),  lo  cual  depende  del  tipo  de  hospedante  y  durante un período aproximado de 6‐8 días (Mani, 1989). Los huevos son depositados dentro de un  ovisaco  blanco  y  algodonoso,  el  cual  llega  a  cubrir  por  completo  a  la  hembra  adulta  y  donde  se  mantienen  en  estrecho  contacto  (Meyerdirk  et  al.  2003).  Después  de  la  postura  los  huevos  eclosionan en 3‐8 días (Ghose 1972).    Maconellicoccus hirsutus presenta tres estadios inmaduros (ninfales) de desarrollo en la hembra y  cuatro  en  el  macho  (Ghose  1972)  (Figuras  11  y  12).    El  primer  estadio  ninfal  de  la  hembra  (caminante) dura en promedio 6.71 días (±0.47), el segundo 6.55 (±0.52), y el tercero 7.9 (±0.79)  Apéndice 1. Descripción de la plaga días;  en  el  macho  el  primer  estadio  dura  en  promedio  6.60  (±0.50),  el  segundo  6.51  (±0.51),  el  tercero 1 día, y el cuarto 5.59 (±0.69) días.  Las ninfas macho y hembra pueden distinguirse al final  del  segundo  estadio,  ya  que  los  machos  producen  pupas  algodonosas  (pupario),  estas  formas  son  más pequeñas y delgadas que las de las hembras adultas (Mani, 1989).    Una  generación  de  CRH  se  completa  en  aproximadamente  35  días  en  condiciones  cálidas;  no  obstante, en condiciones de laboratorio se han observado ciclos de 25 a 26 días (Mani, 1989). Se ha  calculado que pueden darse hasta 15 generaciones por año (CABI 2005).  En condiciones de frío, la  especie sobrevive en estado de huevo u otros estados, ya sea en el hospedante o en el suelo (CABI  2005). En Egipto se han estimado solo tres generaciones de CRH, cada una de las cuales requiere de  10  a  22 semanas, dependiendo de la estación del año (Amin  y Youssef 2004). En Florida, EUA, se  han  detectado  picos  de  máxima  actividad  poblacional  de  CRH  a  finales  de  agosto  y  principios  de  octubre (Hall et al. 2008). Meyerdirk et  al (2001) cita que las cochinillas  recién  salidas del huevo  (juvenil  rastreador,  caminante  o  primer  estadio  ninfal)  son  móviles,  estas  se  instalan  en  el  hospedante y comienzan su desarrollo, que se prolonga por 10 a 22 días.  Agrega que  aunque los  juveniles  rastreadores  prefieren  las  partes  apicales  y  las  regiones  tiernas  del  hospedante,  en  condiciones de campo y con altas densidades poblacionales de esta plaga, las partes más viejas de  las plantas, incluyendo tallos de troncos (Figuras 1 y 6), hojas, pecíolos, raíces, tubérculos, e incluso  las vainas, pueden albergar poblaciones abundantes de juveniles rastreadores.     56 Ecología El  insecto  forma  colonias  densas  en  grietas  y  huecos.    La  deformación  severa  causada  por  la  cochinilla en los brotes nuevos de los hospedantes (Figuras 5, 8‐10), crea un micro hábitat para la  plaga  que  le  permite  protegerse  de  ciertos  enemigos  naturales,  especialmente  de  depredadores  coccinélidos (CABI 2005).    Relaciones ínter específicas positivas Las infestaciones de M. hirsutus comúnmente tienen una asociación de simbiosis con varias especies  de hormigas (Figuras 1 y 7). En esta asociación las hormigas como Oecophylla sp., Iridomyrmex sp. y  Solenopsis  sp.,  recolectan  sustancias  azucaradas  excretadas  por  las  cochinillas;  a  cambio  las  hormigas  protegen  a  las  cochinillas  de  sus  enemigos  naturales  (CABI  2005).  En  la  India  se  ha  observado  a  la  hormiga  Monomorium  indicum,  proporcionando  atención  a  ninfas  y  hembras  en  maduración  de  CRH  por  las  mielecillas;  también  se  ha  observado  que  la  hormiga  no  atiende  a  las  ninfas  machos  en  su  último  estadio  ninfal,  tampoco  a  hembras  grávidas  que  ya  han  comenzado  a  poner huevos, debido a que estos ya no producen mielecillas (Meyerdirk et al. 2001). De acuerdo  con Mani (1989), se han reportado alrededor de 12 especies de hormigas asociadas con M. hirsutus,  las cuales reducen la efectividad de los enemigos naturales.   Apéndice 1. Descripción de la plaga Fig. 1.  Colonia de M. hirsutus atendida por una hormiga en  una asociación mutualista con la plaga (cortesía de  O. Sosa).  Relaciones ínter específicas negativas En  la  literatura  se  citan  al  menos  30  especies  de  enemigos  naturales  de  M.  hirsutus.    Estos  pertenecen  a  11  familias  en  6  órdenes,  reportados  en  India  y  Egipto,  que  incluyen  himenópteros  parasitoides;  así  como  heterópteros,  neurópteros,  lepidópteros,  dípteros  y  coleópteros  como  depredadores (CABI 2005) (Cuadro 2).    En  programas  de  control  biológico  de  M.  hirsutus  en  el  ámbito  internacional  se  han  empleado  exitosamente  el  coccinélido  depredador  Cryptolaemus  montrouzieri  y  los  himenópteros  Anagyrus  kamali y Gyranusoidea indica (CABI 2005).  Por otro lado, en países con inviernos fríos, se ha usado  el escarabajo depredador Scymnus coccivora y el parasitoide himenóptero Anagyrus dactylopii.    Se ha observado que los adultos de M. hirsutus tienen capacidad de encapsular y matar hasta el 60%  de los huevos puestos en sus cuerpos por A. kamali, aunque los primeros estadios de la cochinilla  tienen menos capacidad de defensa en este sentido.  A. kamali es un endoparasitoide solitario que  ataca  a  un  estrecho  rango  de  hospedantes  (Kairo  et  al.  2000);  parasita  a  todos  los  estados  de  desarrollo de M. hirsutus, pero prefiere las hembras adultas para su oviposición (CABI 2005).    57 Apéndice 1. Descripción de la plaga Cuadro 2.  Lista de enemigos naturales de M. hirsutus reportados en la literatura.  Tipo de  enemigo  natural  Parásito/  parasitoide  Parasitoide  Parásito/  parasitoide  Parasitoide  Lugar  de  origen  India Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Nombre  Alamella flava  Agarwal  Allotropa citri  Allotropa  japonica  Ashmead  Anagyrus  agraensis  Saraswat,  1975  Orden/familia  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Platygasteridae  Himenóptera/  Platygasteridae  Himenóptera/  Encyrtidae  Referencias y notas  CABI 2005; de menor  importancia (Mani et al.  1987, citados por Meyerdirk  et al. 2001)  Mani 1989  CABI 2005; de menor  importancia, Mani et al.  1987, citados por Meyerdirk  et al. 2001  Cross y Noyes 1995, citados por Meyerdirk et al. 2001.   Simpátrico a A. dactylopii y  A. kamali (Meyerdirk et al.  2001)  CABI 2005; Se ha  encontrado que parasita  hasta el 70% del tercer  estadio y a hembras adultas  de CRH en uva (Mani 1989)  Noyes y Hayat 1994.  Se cree  que pudo haber sido  introducido a Hong Kong,  donde un espécimen fue  criado en CRH en Oleander  [Nerium oleander]  (Meyerdirk et al. 2001)  Mani 1989  CABI 2005; Introducido a  Egipto, donde pudo ser la  causa de la declinación de la  población de CRH, a la que  parasitó del 66 al 100%.  En  muchos lugares la cochinilla  desapareció completamente  (Mani 1989)  Noyes y Hayat 1994.   Parasitoide no muy bien  conocido para CRH  (Meyerdirk et al. 2001)  Noyes y Hayat 1994 India India Región  Oriental  (Guam)  Hong  Kong  Adulto 58 Anagyrus  dactylopii  (Howard)  Anagyrus  fusciventris  Parásito/  parasitoide  Himenóptera/  Encyrtidae  Parasitoide  Himenóptera/  Encyrtidae  Australi a/Nueva  Zelanda  Anagyrus  greeni  Anagyrus  kamali Moursi  Parasitoide  Parásito/  parasitoide  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae  India  Java Adulto Anagyrus  mirzai  Anagyrus  pseudococci  Parasitoide  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae  India  Parasitoide  Egipto,  Arabia  Saudita  Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Anagyrus sp.  Tipo de  enemigo  natural  Parasitoide  Orden/familia  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae  Lugar  de  origen  India Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Referencias y notas  Se ha encontrado que  parasita 19 a 47% de  cochinilla en cultivos de  fibra (Mani 1989)  Beardsley 1985, citado por  Meyerdirk et al. 2001;  menos abundante que A.  kamali con quien puede  estar asociado (Meyerdirk et  al. 2001)  Mani 1989  Anagyrus sp.  Parasitoide  Hawai Aphelinus sp.  Parasitoide  Autoba (=  Depredador  Eublemma)  silicula  (Swinhoe,  1897) [=  Autoba  saturata  Warren, 1913]  Brinckochrysa  Depredador  scelestes  Brumoides  suturalis  Brumus  suturalis  Cacoxenus  multidentatus  Tsacas y  Chassagnard  1999  Cacoxenus  perpicaux  Chartocerus  sp.  Cheiloneurus  sp.  Chrysopa  scelestes (=  Brinckochrysa  scelestes  (Banks))  Depredador  Depredador  Parásito/  parasitoide  (depredador?)  Depredador  Parasitoide  Himenóptera/  Aphelinidae  Lepidoptera/  Noctuidae  India India Ninfa,  adulto  CABI 2005; Mani 1989 Neuroptera/  Chrysopidae    Coleoptera/  Coccinellidae  Díptera/  Drosophilidae  India Ninfa,  adulto  Ninfa,  adulto  CABI 2005; Mani 1989 CABI 2005  Mani 1989  CABI 2005  59 India Díptera/  Drosophilidae  Himenóptera/  Signiphoridae  Himenóptera/  Encyrtidae  Neuróptera/  Chrysopidae  India India Mani 1989  Mani 1989; de menor  importancia (Mani et al.  1987, citados por Meyerdirk  et al. 2001)  Mani 1989  Rao et al. 1984, citados por  Meyerdirk et al. 2001  Parasitoide  Depredador  India  India Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Chrysopa sp.  Tipo de  enemigo  natural  Depredador  Orden/familia  Neuróptera/  Chrysopidae  Neuróptera/  Chrysopidae  Neuróptera/  Chrysopidae  Lugar  de  origen  India Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Referencias y notas  Mani et al. 1987, citado por  Meyerdirk et al. 2001  Mani 1989  Hunter 1994, citado por  Meyerdirk et al. 2001; se  liberan en la fase de huevo, a  razón de 1,000 huevos por  93 m2 (pueden ser  necesarias liberaciones  repetidas) (Acosta 1996,  citado por Meyerdirk et al.  2001)  Mani 1989  Greve e Ismay 1983, citados por Meyerdirk et al. 2001  Mani 1989  Greve y Ismay 1983, citados por Meyerdirk et al. 2001  Chrysoperla  carnea  Chrysoperla  sp.  Depredador  Depredador  Egipto USA Chrysopa sp.  Coccodiplosis  smithi  Conwentzia  psociformis  Cryptolaemus  affinis  Cryptolaemus  montrouzieri  Mulsant  Depredador  Depredador  60 Neuróptera/  Chrysopidae  Díptera/  Cecidomyiidae  Neuróptera/  Coniopterygidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  India  Papúa  Nueva  Guinea  Egipto Papúa  Nueva  Guinea  Australi a  Adulto,  huevo,  larva,  ninfa,  pupa  Depredador  Depredador  Depredador  Diadiplosia  indica  Depredador  Díptera/  Cecidomyiidae  India CABI 2005; Mani 1989; este  depredador no resultó  efectivo en Egipto,  probablemente debido a una  pobre sobrevivencia en  invierno, pero ha sido  efectivo en India a razón de  1000/ha.  Las larvas de  depredador pueden devorar  hasta 1500 ninfas de  cochinilla durante su  desarrollo.  Puede resultar  afectado adversamente por  bajas temperaturas.   Diclorvos y clorpiripfos son  relativamente no tóxicos  para esta especie (Mani  1989)  Mani 1989.  Las larvas  comen huevos, ninfas y  hembras grávidas.  Ponen  los huevos holgadamente  sobre el ovisaco de la  Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Tipo de  enemigo  natural  Orden/familia  Lugar  de  origen  Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Referencias y notas  cochinilla rosada (Misra  1920, citado por Meyerdirk  et al. 2001)  Diadiplosia sp.  Domomyza  perspicax  Erioporus  aphelinoides  Eublema sp.  Eublemma  gayneri Roths.  Eublemma  geyri  Eublemma  trifasciata  Depredador  Depredador  Parasitoide  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Díptera/  Cecidomyiidae    Himenóptera/  Aphelinidae  Lepidóptera/  Noctuidae  Lepidóptera/  Noctuidae  Lepidóptera/  Noctuidae  Lepidóptera/  Noctuidae  Egipto Ninfa,  adulto  India  Egipto África Egipto India Ninfa,  adulto  Ninfa,  adulto  Mani 1989  CABI 2005  Mani 1989  Mani 1989  CABI 2005.  Se reporta como  plaga de sorgo (gusano  telarañero) en África  Mani 1989  CABI 2005; Mani 1989.  Las  orugas depredan ninfas y  hembras que devoran  ávidamente y pupan en  medio de las colonias de  cochinillas, pero pueden  volverse presas de moscas  drosofílidas. (Misra 1920,  Meyerdirk et al. 2001)  Mani 1989  CABI 2005  61 Geocoris  tricolor  Gyranusoidea  indica Shafee,  Alam &  Agarwal  Gyranusoidea  mirzai  Gyranusoidea  mirzai  (Agarwal)  Hippodamia  convergens  Depredador  Parásito/para sitoide  Hemíptera/  Coreidae  Himenóptera/  Encyrtidae  India Larva Parasitoide  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae  Coleóptera/  Coccinellidae  India Parásito/para sitoide  Depredador  Mani 1989; de menor  importancia (Mani et al.  1987, citados por Meyerdirk  et al. 2001)  CABI 2005  USA Acosta 1986, citado por  Meyerdirk et al. 2001.   Puede manejarse en la etapa  adulta, se recomiendan  72,000 mariquitas (3.7854 l)  en 4 a 8 ha, las condiciones  ideales son 16 a 22 °C,  Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Tipo de  enemigo  natural  Orden/familia  Lugar  de  origen  Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Referencias y notas  pueden ser almacenadas por  1 a 3 semanas a 1.66 a 7.22  °C (Meyerdirk et al. 2001)  Hyperaspis  maindroni  Laterospora  phenacocca  Leptomastix  phenacocci  Depredador  Patógeno  parásito  Parasitoide  Coleóptera/  Coccinellidae    Himenóptera/  Encyrtidae  India Ninfa,  adulto  Ninfa,  adulto  CABI 2005; Mani 1989 CABI 2005; Haldar et al. 1988, citados por Meyerdirk  et al. 2001  Mani 1989; Puede ser  hiperparasitado por  Achrysopophagus javanicus,  A. annulatus, y Eriaporus  aphelinoides (Mani 1989,  citado por Meyerdirk et al.  2001)  Mani 1989; de menor  importancia (Mani et al.  1987, citados por Meyerdirk  et al. 2001)  CABI 2005; Mani 1989 Mani 1989  Mani 1989  Java Leptopilina sp.  Parasitoide  62 Mallada  boninensis  Melanophthal ma carinulata  Menochilus  sexmaculata  Nephus  fijiensis  Nephus  regularis  Oxynychus  erythrocephal us  Phanerotoma  dentata  Procheiloneur us annulatus  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Parasitoide  Parasitoide  Himenóptera/  Eucoilidae  Neuróptera/  Chrysopidae  Coleóptera /Lathridiidae  Coleóptera/  Coccinellidae    Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/ Coccinellidae  Himenóptera/  Broconidae  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae  Himenóptera/  Encyrtidae    India India Egipto India Ninfa,  adulto  Ninfa,  adulto  India Egipto Egipto Indonesi a  Indonesi a  India CABI 2005  RAPCPM 1995, citado por  Meyerdirk et al. 2001  Mani 1989  Mani 1989  Noyes y Hayat 1994 Noyes y Hayat 1994 Mani 1989  Procheiloneur Parasitoide  us javanicus  Prochiloneurus  Parasitoide  (=  Achrysopopha gus) sp.  Pseudoscymnu Depredador  s pallidicollis  Ninfa,  adulto  CABI 2005  Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Pullus ?  salomonis  Rhopus  longiclavatus  Rodolia  cardinalis  Scymnus  biverrucata  Scymnus  coccivora  Ramakrishna  Ayyar  Tipo de  enemigo  natural  Depredador  Parasitoide  Depredador  Depredador  Depredador  Orden/familia  Coleóptera/  Coccinellidae  Himenóptera/  Encyrtidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Lugar  de  origen  India India Egipto Egipto India Estado  de M.  hirsutus  que  ataca  Referencias y notas  Greve e Ismay 1983, citados por Meyerdirk et al. 2001  Noyes y Hayat 1994 Mani 1989  Greve e Ismay 1989, citado  por Meyerdirk et al. 2001  Adulto,  huevo,  ninfa  Scymnus  conformis  Scymnus  gratiousus  Depredador  Depredador    Coleóptera/  Coccinellidae  India Ninfa,  adulto  CABI 2005; Mani 1989.  Especies de Scymnus pueden  sobrevivir a bajas  poblaciones de CRH: no  resultan afectadas  adversamente por bajas  temperaturas.  Una sola  larva depredadora consume  cerca de 60 a 70 ninfas de  cochinilla durante un  período de desarrollo de  más o menos 20 días (Mani  1989)  CABI 2005  Mani 1989; recomendado  para control en India, ya que  las especies de Scymnus  pueden sobrevivir a bajos  niveles de poblaciones de  CRH y no es adversamente  afectado por bajas  temperaturas (Mani 1989)   Mani 1989  Mani 1989  Mani 1989  Mani 1989  Greve e Ismay 1983, citados por Meyerdirk et al. 2001  Mani 1989  63 Scymnus  nubilis  Scymnus  padillicollis  Scymnus  pyrocheilus  Scymnus  seriacus  Scymnus sp.  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Depredador  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  Coleóptera/  Coccinellidae  India India India Egipto Papúa  Nueva  Guinea  Egipto Sericoderus  percikanus  Depredador  Apéndice 1. Descripción de la plaga Nombre  Spalgis epius  (Westwood,  1851).  [=  Spalgis epeus  Westwood,  1851]  Tipo de  enemigo  natural  Depredador  Orden/familia  Lepidóptera/  Lycaenidae  Lugar  de  origen  India  Sympherobius  pygmaeus  Triommata  coccidivora  Depredador  Depredador  Neuróptera/  Hemerobiidae  Díptera/  Cecidomyiidae  Egipto India Estado  de M.  hirsutus  Referencias y notas  que  ataca  Ninfa,  CABI 2005; Pushpaveni et al. adulto  1974, citados por Meyerdirk  et al. 2001.  Apefly.  Las  orugas se alimentan con  voracidad de ninfas jóvenes  de cochinilla.  Cada oruga en  el estadio de mayor  desarrollo es capaz de  comer hasta 300 ninfas por  día (Meyerdirk et al. 2001)  Mani 1989  Ninfa,  adulto  CABI 2005; Mani 1989 64 Hábitos Maconellicoccus hirsutus es poco móvil en cualquiera de sus estadios, su mayor movilidad la tiene  en  el  primer  estadio  ninfal  (juvenil  rastreador  o  caminante);  sin  embargo,  suele  fijarse  en  el  sustrato  para  alimentarse  y  continuar  su  desarrollo  (CABI  2005).    No  obstante,  Bartlett  (1978)  sostiene que los machos en su estado de pupa tienen capacidad de locomoción.    Los juveniles rastreadores se establecen en huecos, grietas (Figura 1) y puntos de crecimiento de  las  plantas  (Figuras  2‐5,  7),  donde  suelen  desarrollar  poblaciones  densas.    En  los  puntos  de  crecimiento,  estos  insectos  provocan  encogimiento  de  los  tejidos  que  conducen  a  deformaciones  severas, tales como encarrujamiento de hojas, engrosamiento y atrofia en forma de roseta de yemas  terminales, (Figuras 3‐5, 8‐10).  Apéndice 1. Descripción de la plaga Fig. 2. Población densa de M.  hirsutus en la parte terminal  de una planta hospedante  (cortesía de O. Sosa).   Fig. 3. Población densa de M.  hirsutus en la parte  terminal de una planta  hospedante con atrofia de  yemas terminales  (cortesía de O. Sosa). Fig. 4. Encarrujamiento de hojas y atrofia de yemas  terminales provocado por M. hirsutus en una  planta hospedante (cortesía de O. Sosa).  65 Fig. 5. Colonia de M. hirsutus sobre  brote de hibisco con  deformación causada por el  ataque de esta plaga. Cortesía:  Programa Emergente Regional  contra CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004).  Fig. 6. Colonia de M. hirsutus sobre tronco  de Acacia macracantha (concha).  Cortesía: Programa Emergente Regional  contra CRH en Nayarit y Jalisco, México  (2004).  Fig. 7. Colonia de M. hirsutus  sobre brote de teca y en  mutualismo con hormigas.  Cortesía: Programa  Emergente Regional contra  CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004).    Apéndice 1. Descripción de la plaga Fig. 8. Daño por M. hirsutus en brote  de naranjo dulce, con síntomas de  deformación en forma de roseta.  Cortesía: Programa Emergente  Regional contra CRH en Nayarit y  Jalisco, México (2004).  Fig. 9. Daño por M. hirsutus en jitomate  con síntomas de deformación en  forma de roseta. Cortesía: Programa  Emergente Regional contra CRH en  Nayarit y Jalisco, México (2004).  Fig. 10. Daño por M. hirsutus en  brotes de mango, con síntomas de  deformación en forma de roseta.  Cortesía: Programa Emergente  Regional contra CRH en Nayarit y  Jalisco, México (2004). 66 DISPERSIÓN (ARTIFICIAL Y NATURAL)   M. hirsutus no posee gran movilidad por sí misma, los juveniles rastreadores y los machos pueden  migrar  por  medio  de  corrientes  de  aire.    Las  hembras,  los  juveniles  rastreadores  y  las  ninfas  son  móviles y pueden caminar de hospedante a hospedante (principalmente cuando están en contacto)  en el área infestada.  Probablemente los machos adultos son atraídos por las hembras por algunos  cientos  de  metros  en  el  mejor  de  los  casos  (Misra  1920,  citados  por  Meyerdirk  et  al.  2001)  y  tal  parece que también permanecen dentro del área infestada (Meyerdirk et al 2001).    El  primer  estadio  ninfal  (juvenil  rastreador)  puede  sobrevivir  aproximadamente  un  día  sin  alimentarse;  aunque  es  móvil  en  este  estadio,  no  puede  desplazarse  a  distancias  largas,  pero  está  adaptado para ser transportado por agua, viento y animales (incluyendo al hombre), especialmente  cuando estos últimos rozan las plantas infestadas; también se ha reportado el transporte por ninfas  de otras especies de piojos harinosos (Ferrisia virgata) (CABI 2005).    Entre los casos que se mencionan de dispersión de juveniles rastreadores a largas distancias están:  a)  dispersión  natural  por  el  viento;  b)  por  animales  (incluyendo  al  hombre)  como  aves  o  ganado  vacuno,  que  rozan  plantas  infestadas;  c)  por  el  viento  cuando  arrastra  los  juveniles  rastreadores  que  se  esparcen  en  el  aire  por  el  movimiento  de  las  plantas  cuando  son  cortadas;  d)  cuando  se  podan  plantas  infestadas  y  los  juveniles  se  adhieren  a  la  ropa,  herramientas  y  otros  equipos  (incluyendo vehículos) de los trabajadores (CABI 2005).    Apéndice 1. Descripción de la plaga Las introducciones accidentales a nuevos países aparentemente ocurren vía material infestado de  plantas  (CABI  2005).    Entre  las  partes  de  plantas  objeto  de  comercio,  que  pueden  transportar  la  plaga en diferentes estadios se mencionan: a) corteza, b) frutos, c) medios de crecimiento, d) flores,  e) hojas, f) tallos aéreos, g) vástagos (CABI 2005).    Como  vías  de  transporte  de  M.  hirsutus  a  largas  distancias  también  se  mencionan:  a)  Material  de  plantas ornamentales y de otros cultivos transportados como carga por aire o superficie en medios  de  transporte  (aviones,  vehículos,  barcos,  etc.);  b)  Material  de  plantas  ornamentales  y  de  otros  cultivos, incluyendo flores y frutos, transportados por aire o superficie en equipajes de pasajeros; c)  Embalaje  de  madera  con  corteza  de  hospedantes  infestados  (CABI  2005).    Según  González,  (comunicación personal 5 ) los bulbos, tubérculos, cormos, rizomas y raíces de hospedantes, si están  expuestos a M. hirsutus, pueden ser infestados por esta plaga y por consiguiente convertirse en vías  de  la  misma.    Agrega  que  madera  (especialmente  con  corteza)  e  incluso  la  semilla  botánica  de  algunas  plantas  procedentes  de  áreas  con  presencia  de  la  plaga,  pueden  resultar  contaminadas  y  por lo tanto convertirse en vías de M. hirsutus.        MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA Los huevos de M. hirsutus varían desde 0.29 a 0.398 mm de largo y de 0.15 a 0.21 mm de ancho, son  de color rosado muy tenue, con un extremo claramente rosado (Meyerdirk et al. 2003).  La ninfa I  (juvenil rastreador) recién salida del huevo, es muy pequeña (0.3 mm de largo) y color rosado claro  (CABI 2005).  Los estados ninfales son alongados y ovalados; con patas bien desarrolladas y antenas  de  6  articulaciones;  sin  apéndices  cerosos  marginales,  pero  ocasionalmente  con  un  poco  de  secreción  cerosa  en  la  parte  posterior  del  cuerpo  (Figura  11b);  los  lóbulos  anales  son  más  prominentes que en el adulto (Meyerdirk et al. 2003).  Las hembras inmaduras y las hembras recién  maduras poseen cuerpos de rosado grisáceo a rojo oscuro, espolvoreados con cera blanca harinosa  y con proyecciones cerosas en la parte posterior del cuerpo (Figura 12a).  La hembra carece de alas  en todas sus fases de desarrollo. En su estadio adulto la hembra es de 2.5 a 4 mm de largo y de 0.9 a  2  mm  de  ancho,  de  cuerpo  suave,  blando,  oval  alongado  y  ligeramente  aplanado  (Figuras  11a  y  12a);  en  la  maduración,  la  hembra  comienza  a  secretar  filamentos  de  cera  blancos,  pegajosos  y  elásticos por su abdomen, para formar un ovisaco protector para sus huevos, que se aprecia como  una  cobertura  blancuzca  en  los  puntos  de  crecimiento  del  hospedante  (Figuras  3,  5)  (CABI  2005,  Meyerdirk et al. 2003).  A medida que la hembra adulta se llena con los huevos rosado salmón, va  tornándose de un color más rojo, aunque esto a menudo no es visible, ya que la colonia completa  puede llegar a cubrirse por el material ceroso blanco del ovisaco (Figuras 6, 11b y 12b). Cuando la  cera pegajosa del ovisaco se separa con una aguja, los grupos de huevos rosados y las hembras rojo  oscuro  se  vuelven  visibles  (Figura  11a  y  12b).    En  todas  las  fases  este  insecto  es  de  color  pardo  rojizo  a  rosado,  pero  con  una  cobertura  de  cera  harinosa  filamentosa  blanca,  a  través  de  la  que  puede  apreciarse  el  color  del  cuerpo;  por  esta  razón  es  que  se  le  denomina  a  menudo  “cochinilla  rosada del hibisco” (Meyerdirk et al. 2001).  Las hembras adultas poseen un par de antenas con 9  articulaciones,  con  pelos  gruesos  y  prominentes  en  los  últimos  3  segmentos;  el  último  segmento  antenal  es  pseudo  articulado.    No  desarrolla  flecos  o  filamentos  laterales  cerosos  ni  filamentos  distintivos caudales (Figura 12a) (Meyerdirk et al. 2001).   5 67 Héctor González Hernández, Colegio de Postgraduados, Programa de Entomología y Acarología, Montecillo, México. Apéndice 1. Descripción de la plaga   Los machos, al acercarse al estadio de pupación, son de 1.1 a 1.5 mm de largo por 0.35 a 0.45 mm de  ancho, algo alongados y forman una masa floja de filamentos blancos.  En el cuarto estadio (pupa)  son  de  1.25  mm  de  largo  por  0.4  mm  de  ancho,  de  color  café,  con  las  fundas  de  las  alas  desarrolladas, antenas dirigidas hacia atrás y alineadas al margen de la cabeza y el tórax (Meyerdirk  et al. 2003).  En el estado adulto, los machos son de color rosáceo; sin partes bucales; ojos y ocelos  negros, el ocelo inferior un poco más grande; poseen un par de alas muy simples, tornasoladas, que  les permiten volar; antenas largas, pilosas, con 10 articulaciones, las últimas tres articulaciones con  un  pelo  grueso  prominente  al  extremo  de  los  últimos  tres  segmentos;  dos  filamentos  blancos  cerosos caudales, cada uno sostenido por dos pelos que llegan a la parte media del filamento, ambos  filamentos  se  proyectan  posteriormente  (como  colas),  uno  a  cada  lado  del  noveno  segmento  abdominal,  son  tan  largos  como  el  cuerpo  del  insecto  (Figura  13)  (CABI  2005,  Meyerdirk  et  al.  2001).  68 Fig. 11.  Estados de desarrollo de M. hirsutus. a) Rama de hibisco con hembras adultas, huevos y  machos (M); b) Brote de hibisco con estadios ninfales I‐III y hembra adulta cubierta por el  ovisaco. Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México  (2004).  a) b) Apéndice 1. Descripción de la plaga a) b) Fig. 12. Colonias de M. hirsutus. a) Hembra adulta joven aún sin haber formado su  ovisaco; b) Hembras adultas sobre fruto de coco cubiertas por los ovisacos y  con huevos de color rosado.  Cortesía: Programa Emergente Regional contra  CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  69   Fig. 13. Macho adulto de M. hirsutus. Fuente: Fotografía  tomada por M. W. Johnson, en Meyerdirk et al. (2003).  Apéndice 1. Descripción de la plaga SÍNTOMAS Y/O DAÑOS EN EL HOSPEDANTE En CABI (2005) se cita que la saliva inyectada por M. hirsutus en las plantas hospedantes durante el  proceso de alimentación, probablemente contiene una sustancia fitotóxica.  Meyerdirk et al. (2003)  menciona  que  esta  saliva  tóxica  más  el  proceso  de  alimentación  directa,  pueden  causar  varios  síntomas  en  el  hospedante.    En  CABI  (2005)  se  añade  que  las  plantas  hospedantes  difieren  en  susceptibilidad a esta fitotoxicidad; las especies más tolerantes tienden a infestarse en los puntos  de crecimiento y en las axilas del tallo; los rebrotes nuevos de partes infestadas resultan atrofiados,  con  el  espacio  entre  los  nudos  y  la  expansión  de  las  hojas  reducido;  los  tallos  atrofiados  pueden  resultar  hinchados  (Figura  11b).    En  las  especies  de  plantas  más  susceptibles,  una  ligera  exploración  por  los  juveniles  rastreadores  para  seleccionar  un  sustrato  alimenticio  en  hojas  no  expandidas,  causa  un  encarrujamiento  severo  cuando  las  hojas  se  desarrollan  (Figuras  8‐10),  mientras que una infestación establecida puede causar defoliación total y hasta la muerte completa  de la planta.    Según  CABI  (2005)  y  Meyerdirk  et  al.  (2003),  los  síntomas  característicos  por  alimentación  en  la  parte  exterior,  por  partes  afectadas  de  las  plantas  son  en:  a)  Fruto  o  vainas:  forma  anormal,  reducción de tamaño, caída prematura (purga), presencia de mielecillas excretada por la CRH sobre  la  que  se  desarrolla  la  fumagina;  b)  Puntos  de  crecimiento:  malformación,  suspensión  del  crecimiento,  apariencia  espesa,  tupida  o  compacta;  c)  Inflorescencia:  secado,  purga  o  caída,  mielecillas o fumagina; d)Hojas: formas anormales, caídas anormales, marchitamiento, mielecillas o  fumagina; y e) Tallos: crecimiento anormal, mielecillas o fumagina, en infestaciones severas pueden  observarse áreas del tallo cubiertas por colonias de CRH (Fig. 6).    A  medida  que  la  planta  muere  de  las  puntas  hacia  la  base,  las  cochinillas  migran  hacia  los  tejidos  vivos;  así,  las  colonias  migran desde  los  cogollos  a  las  ramitas,  luego  de  las  ramitas  a  las  ramas  y  finalmente  al  tronco.  El  Samanea  (Pithecellobium)  saman  (carreto,  cenízaro,  cenicero,  zorra,  árbol  de lluvia), en particular, resulta severamente afectado (CABI 2005).    Síntomas  y  daños  característicos  en  hospedantes  específicos  se  describen  en  Meyerdirk  et  al.  (2001) y Meyerdirk et al. (2003).        70 SIGNIFICANCIA DE LA PLAGA Relación de los daños o pérdidas observados Los daños de la CRH provienen de la alimentación directa que realiza en brotes jóvenes (de tallos,  hojas y flores), donde causa atrofias de crecimiento y distorsiones, incluyendo encarrujamiento de  las  hojas,  engrosamiento  de  tallos  y  partes  terminales  de  los  cogollos  o  retoños  arracimados;  en  casos severos, puede ocurrir desfoliación (CABI 2005).  Las mielecillas excretadas por la plaga y la  contaminación con moho holliniento [fumagina] de la fruta pueden reducir su valor (CABI 2005).    En  CABI  (2005)  se  cita  que  los  costos  estimados  por  las  pérdidas  anuales  en  Granada  debido  al  daño  de  M.  hirsutus  en  los  cultivos  y  el  ambiente,  ascendieron  a  $3.5  millones  de  dólares  estadounidenses  antes  de  que  se  estableciera  el  programa  de  control  biológico.  En  los  primeros  Apéndice 1. Descripción de la plaga años  de  infestación  de  la  CRH  en  el  Caribe,  los  países  afectados  sufrieron  serias  pérdidas  en  el  comercio  porque  los  demás  países  no  aceptaban  los  envíos  agrícolas  producidos  por  ellos.    Los  costos de las pérdidas globales por   CRH que se  han  estimado en el Caribe para el período 1995‐ 1998  ascienden  a  US$18.3  millones  de  USD,  de  los  cuales  US$1.1  millones  corresponden  al  programa de control.  En CABI (2005) también se citan pérdidas para ciertas islas: 1) San Cristóbal,  período  1995‐1997,  con  pérdidas  totales  y  costos  de  US$280,000,  con  un  costo  adicional  por  pérdida de comercio de US$22,000; 2) Santa Lucía, las pérdidas se han estimado en US$67,000; 3)  San Vicente y Las Granadinas las pérdidas se han estimado en US$3.4 millones; además se cita que  si  la  CRH  se  llegara  a  dispersar  en  la  parte  austral  de  Estados  Unidos,  las  pérdidas  estimadas  podrían ascender a US$750 millones de  por año.    Entre  los  cultivos  y/o  plantas  que  CABI  (2005)  cita  con  pérdidas  serias  debidas  a  M.  hirsutus  se  encuentran:  1)  Algodón  en  Egipto,  con  el  crecimiento  de  las  plantas  algunas  veces  detenido;  2)  Algodón herbáceo y arbóreo en India con reducción en la cosecha; 3) Los cultivos de fibra Hibiscus  sabdariffa  var.  altissima  (Agrio  de  Guinea),  H.  cannabinus  (kenaf)  y  Boehemeria  nivea  en  Bengal  Oeste, India, y Bangladesh, con una reducción de fibra en Agrio de Guinea de 21.4 % y 40% según  diferentes autores; 4) Uvas en India, con el 90% de racimos destruidos en el área de Bangalore, ya  que  los  racimos  altamente  infestados  se  vuelven  no  aptos  para  consumo  o  comercialización;  5)  Gandul en India; 6) Zizyphus mauritiana en India; 7) Hibiscus ornamental en Papúa Nueva Guinea;  8) Cacao en Islas Salomón y Granada; 9) Annona spp., Spondias spp., Abelmoschus esculentus (okra),  Mangifera indica (mango), Hibiscus sabdariffa (rosa de Jamaica) en el Caribe; 10) Samanea (Albizia)  saman y otros ornamentales importantes para la industria turística, y árboles forestales tales como  Hibiscus elatus (majagua) y Tectona grandis (teka) también han resultado afectados en el Caribe y  en México.  En CABI (2005) también se cita que el transporte de fruta y hortalizas entre las islas del  Caribe  por  comerciantes  llegó  a  un  virtual  estancamiento  con  la  imposición  de  restricciones  fitosanitarias  para  la  importación  de  productos  frescos,  por  parte  de  Trinidad;  sin  embargo,  las  inspecciones  en  origen  o  previas  a  la  exportación  permitieron  las  importaciones  desde  algunos  países afectados por la plaga.    Meyerdirk et al. (2001), citan daños en los hospedantes siguientes: 1) Mora o morera, en ataques  severos  no  quedan  más  que  las  ramazones  desnudas  en  el  campo;  2)  Rosa  de  Jamaica,  drástica  reducción en producción de semilla – aproximadamente de 21 a 43%‐ debido a la disminución en  cantidad  y  calidad  de  las  vainas;  3)  En  algodón  afecta  adversamente  la  apertura  de  la  bellota  y  reduce  la  producción  de  las  mismas,  la  reducción  del  rendimiento  oscila  entre  58  a  73%;  4)  En  vid/uva,  los  retoños  y  las  hojas  se  deforman  debido  a  la  mielecilla  producida  por  la  plaga,  predisponiéndolos  al  crecimiento  de  moho  y  aglomeración,  los  racimos  altamente  infestados  se  arrugan y caen, en algunos casos el daño puede ser hasta de un 90%.    Otras  repercusiones  de  esta  plaga  que  se  han  reportado  han  sido  sociales  y  turísticas.    En  CABI  (2005) se cita que en Granada, donde la infestación permaneció sin atención por más de un año, la  CRH devastó extensamente plantas ornamentales de campos recreativos y jardines de hoteles; todo  esto redundó en pérdidas para la industria turística y en los empleos para esta actividad; se agrega  que  este  tipo  de  daños  tiene  mayor  impacto  cuando  se  trata  de  economías  pequeñas,  principalmente en islas que dependen del turismo.    Meyerdirk et al. (2001) sostiene que en muchos países esta plaga está restringida principalmente a  Hibiscus  por  lo  que  no  causa  preocupación,  ya  que  es  regulada  permanentemente  por  enemigos  naturales.    71 Apéndice 1. Descripción de la plaga Consecuencias en el ambiente y la biodiversidad En  CABI  (2005)  se  cita  una  devastación  severa  del  hábitat  natural  en  Granada,  como  ejemplo  se  presenta una plantación de 38 ha de Hibiscus elatus (mahagua) fuertemente afectada en el área de  Etang; se agrega que por la predominancia de estos árboles en la selva tropical, si la devastación se  hubiera extendido, habrían peligrado las vertientes de agua y los suelos de la isla (Figura 14).    Se explica en CABI (2005) que M. hirsutus es altamente invasiva si se introduce en la ausencia de  sus enemigos naturales, como se demostró con la rápida dispersión por la mayoría de las islas del  Caribe  y  más  allá,  a  pesar  de  las  restricciones  cuarentenarias,  por  toda  la  región.    Sin  los  controladores naturales, la CRH tuvo un impacto devastador en la agricultura, bosques naturales y  turismo  de  Granada,  afectando  el  ingreso  de  divisas,  comercio  de  productos  agrícolas,  los  ecosistemas locales y la economía del agua.    En suma, puede decirse  que la CRH  es capaz de  provocar impactos negativos en la biodiversidad,  ambiente,  cosechas,  producción  forestal,  especies  protegidas  o  raras,  fauna  nativa,  flora  nativa,  colecciones  de  plantas  y  animales,  productos  de  plantas  y  de  animales,  comercio  y  relaciones  internacionales,  turismo  (CABI  2005,  Programa  Emergente  Regional  contra  CRH  en  Nayarit  y  Jalisco, México, comunicación personal, 2007).    72 Fig. 14. Árboles de H. elatus (majagua, mahoe  azul) muertos después de fuerte ataque de  M. hirsutus en Granada, 1997. Cortesía:  Héctor González Hernández, Colegio de  Postgraduados. Apéndice 1. Descripción de la plaga Manejo Fitosanitario Control biológico Kairo et al. (2000), Meyerdirk et al. (2001), García Valente (2008) sostienen que el control biológico  de  la  CRH  con  insectos  entomófagos,  es  la  solución  más  adecuada  a  largo  plazo,  ya  que  los  plaguicidas  no  son  efectivos.  Los  enemigos  naturales  pueden  controlar  la  plaga  en  una  forma  segura,  tanto  para  los  humanos  como  para  el  ambiente.  Los  enemigos  naturales  de  la  CRH  se  agrupan  en  tres  tipos:  parasitoides,  depredadores  y  patógenos.    Una  lista  de  enemigos  naturales  reportados en la literatura se incluye en esta hoja de datos para consulta.    Cryptolaemus  montrouzieri  (Figura  15)  es  nativo  del  Este  de  Australia  (Bartlett,  1978)  y  actualmente se encuentra en Nueva Zelanda, Indonesia, Hawai y Puerto Rico, EUA; Egipto, Filipinas,  España, Kenia, Perú, África, India. En 1982 se introdujo a California, EUA, desde Australia y de ahí se  ha  distribuido  a  otros  países  (Gautam,  1996).  En  la  India,  en  ataques  severos  de  M.  hirsutus  a  cultivos  como  lima  ácida  y  guayaba,  se  han  obtenido  reducciones  drásticas  de  esta  plaga  (por  debajo  del  nivel  de  daño  económico)  en  uno  a  dos  meses  (CABI  2005).  En  varias  islas  del  Caribe  también  se  introdujo  C.  montrouzieri  para  el  control  biológico  de  M.  hirsutus  con  resultados  excepcionales  (Kairo  et  al.  2000).  En  México  este  depredador  dio  resultados  similares  a  los  del  Caribe, aunque se obtuvo de laboratorios comerciales de California, EUA y de Canadá.     Sin embargo, en Egipto, C. montrouzieri no fue capaz de sobrevivir al frío del invierno en números  suficientes  para  ser  efectivo.  En  ese  país,  los  principales  agentes  de  control  biológico  son  los  parasitoides  Anagyrus  kamali    (Figura  16)  y  Achrysopophagus  sp.    En  India,  donde  puede  haber  inviernos  un  poco  más  fríos,  los  agentes  de  control  biológico  usados  contra  M.  hirsutus  son  los  parasitoides Anagyrus dactylopii y los coccinélidos depredadores Scymnus coccivora, S. conformis y  S. gratiousus (CABI 2005).    En  Egipto,  M.  hirsutus  se  mantiene  regulada  principalmente  con  el  parasitoide  Anagyrus  kamali  (Mani, 1989), mismo que ha sido introducido a varias islas del Caribe (Kairo et al., 2000).    En  CABI  (2005)  se  señala  que  los  plaguicidas  aplicados  para  controlar  otros  insectos  pueden  reducir las poblaciones de los enemigos naturales de M. hirsutus y permitir el resurgimiento de la  plaga; se agrega que para la cría masiva de enemigos naturales de M. hirsutus, este piojo harinoso se  puede  criar  sobre  frutos  de  calabaza,  especialmente  las  variedades  con  la  superficie  rugosa  (calabaza japonesa Cucurbita moschata var. chirimen, Cucurbita pepo var. Turbinata) y sobre brotes  de papa irlandesa.    Se  ha  encontrado  que  el  impacto  negativo  en  nuevas  áreas  invadidas  por  M.  hirsutus  puede  ser  reducido al mínimo si la plaga se identifica lo antes posible, de tal modo que los agentes de control  biológico se puedan introducir con la mayor prontitud (CABI 2005).  Se ha reconocido el éxito que  se  obtuvo  en  el  control  biológico  de  CRH  en  varias  islas  del  Caribe  con  el  depredador  coccinélido  Cryptolaemus montrouzieri y el parasitoide Anagyrus kamali (Kairo et al. 2000).  Gran parte de este  éxito  es  atribuible  a  características  de  estos  enemigos  naturales  como  su  reproducción,  que  es  al  menos dos veces más rápida que la de M. hirsutus (Persad y Khan 2002); así, las poblaciones de esta  plaga se pueden reducir entre 82 y 97%. Los parasitoides usados contra M. hirsutus han sido más  efectivos en condiciones tropicales, subtropicales, y semidesérticas. Teniendo en cuenta que el uso  73 Apéndice 1. Descripción de la plaga 74 desmedido  de  plaguicidas  puede  eliminar  a  los  enemigos  naturales,  es  importante  el  apoyo  del  público que, como en Trinidad y Tobago, ayudó en la liberación de agentes de control biológico y en  la destrucción de plantas hospedantes (Kairo et al. 2002).     Se apunta que las colonias de M. hirsutus que se esconden en rendijas, similares a las desarrolladas  por las calabazas, pueden ser de acceso difícil o imposible para el ataque de los enemigos naturales,  especialmente cuando se trata de coccinélidos depredadores grandes.  Esto puede limitar el éxito de  los agentes de control biológico en la regulación de las poblaciones de cochinillas, ya que no pueden  entrar en contacto con la plaga (CABI, 2005).    En Papúa Nueva Guinea, se ha observado que la protección por hormigas a la CRH, afectó el grado  de ataque de los parasitoides sobre la misma.  A mayor agresividad de las hormigas asociadas, fue  más bajo el parasitismo: por lo que se sostiene que la efectividad de los enemigos naturales en la  regulación  de  poblaciones  de  M.  hirsutus,  puede  aumentarse  si  se  controlan  las  hormigas  que  asisten a esta plaga (CABI 2005).    La resistencia de las plantas hospedantes es una medida que también se ha adoptado para evitar el  daño de la plaga.  En Egipto, las variedades de uva Romi y Banati resultaron susceptibles al ataque  de M. hirsutus; mientras que la variedad Moscati resultó la más tolerante y la menos afectada (CABI  2005).          Control químico Se menciona que las aspersiones de plaguicidas contra M. hirsutus son poco efectivas, por el hábito  de refugiarse en grietas y la cubierta cerosa de su cuerpo (CABI 2005, Meyerdirk et al. 2001).  Se  cita que la penetración de plaguicidas se dificulta aún más cuando la cochinilla está protegida por el  ovisaco, el cual se compone de filamentos cerosos (Meyerdirk 2001).    Los plaguicidas sistémicos y los reguladores del crecimiento son probablemente los más efectivos.  Cualquier  plaguicida  que  se  pretenda  usar  contra  M.  hirsutus  tiene  que  seleccionarse  cuidadosamente para evitar el daño a sus enemigos naturales, ya que estos son importantes para el  mantenimiento  de  la  plaga  a  bajos  niveles  y  a  largo  plazo.    El  primer  estadio  ninfal  es  el  más  susceptible  al  tratamiento  con  plaguicidas,  ya  que  su  cuerpo  tiene  poca  cera.  Sin  embargo,  la  mayoría  de  plaguicidas  son  altamente  tóxicos  para  el  principal  agente  de  control  biológico,  Anagyrus kamali (CABI 2005).    Los programas de manejo integrado contra M. hirsutus también han dado resultados (CABI 2005).   Algunos de estos programas han consistido en emplear agentes de control biológico como A. kamali,  complementados  con  otros  agentes  de  control  biológico  como  los  depredadores  C.  montrouzieri  y  Scymnus  coccivora;  aunque  si  las  poblaciones  de  M.  hirsutus  alcanzan  altos  niveles  o  rebasan  el  umbral económico de daño, se emplean en forma temporal plaguicidas tales como diclorvos (DDVP)  o clorpirifos (Lorsban).        Apéndice 1. Descripción de la plaga Riesgo Fitosanitario Las  plantas  y  material  vegetativo  de  las  mismas  importados  de  áreas  infestadas  por  M.  hirsutus,  presentan los riesgos más altos para  países o áreas no infestadas localizados entre los  7 y  30° de  latitud (CABI 2005).    La introducción accidental a nuevos territorios es altamente posible por el movimiento de material  infestado  de  plantas  vivas  (ornamentales  como  el  hibisco),  transportado  en  diferentes  medios  (marítimo,  aéreo,  terrestre)  y  modalidades  (por  ejemplo  correo,  equipaje).    Entre  las  plantas  y  materiales  de  las  mismas  también  se  mencionan  flores  de  corte,  materiales  de  propagación  vegetativa y otros como cultivo de meristemos, frutas y hortalizas (CABI 2005).    Debido  a  que  no  se  conocen  efectos  benéficos  de  M.  hirsutus,  parece  improbable  que  ocurra  una  introducción deliberada de este insecto, excepto para propósitos mal intencionados (CABI 2005).          DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN Métodos de inspección y diagnóstico Se recomienda examinar las plantas o sus partes, especialmente en los puntos de crecimiento para  verificar distorsiones, deformaciones, crecimientos arracimados que contengan cera blanca lanosa,  huevos  y  ninfas  muy  pequeñas  de  color  rosado  salmón  y  fumagina  o  mielecilla  pegajosa.    La  mielecilla  producida  por  la  cochinilla  puede  atraer  hormigas  asistentes  o  nodrizas.    La  colonia  completa de cochinillas tiende a cubrirse por material ceroso del ovisaco que es blanco, pegajoso,  elástico y lanoso (Figuras 5 y 12b).  Cuando la cera pegajosa del ovisaco se separa con una aguja,  pueden visualizarse grupos de huevos rosados y hembras rojo oscuro.  En infestaciones masivas, las  masas blancas de cera que ocultan a las cochinillas pueden ocurrir en las axilas y en ramas y tallos.   Para  un  adecuado  examen  es  esencial  contar  con  buenas  condiciones  de  iluminación  y  el  uso  de  lupas  (preferentemente  con  aumentos  de  10X).    Uno  de  los  hospedantes  más  comunes  o  preferenciales de la cochinilla rosada es el Hibiscus rosa­sinensis (hibisco, pacífico, clavel de China,  obelisco);  por  lo  que  constituye  un  magnífico  hospedante  para  el  monitoreo  y  detecciones  tempranas cuando se introduce la plaga (CABI 2005).    La  identificación  correcta  de  M.  hirsutus  debe  realizarse  bajo  el  microscopio  de  luz,  compuesto,  mediante el examen de hembras adultas montadas permanentemente en laminillas con bálsamo de  Canadá y el  empleo de claves taxonómicas, aunque también  existen claves para los inmaduros de  esta especie (Gullan 2000, Miller 2001).  Entre las características que se observarán al microscopio  compuesto  en  conjunto  pueden  mencionarse:  presencia  de  antenas  de  9  segmentos,  barras  esclerosadas del lóbulo anal, numerosos conductos dorsales con anillo oral en todas las partes del  cuerpo (Figura 17); las setas dorsales flageladas son importantes para reconocer a esta especie en  partes del mundo donde otras especies del género Maconellicoccus no ocurren (CABI 2005). NOTA:  En el Apéndice 2 se describe el procedimiento para la preparación de montajes de hembras adultas  de M. hirsutus en laminillas y se proporciona una clave para su identificación.    75 Apéndice 1. Descripción de la plaga Las claves taxonómicas para todas las especies del género Maconellicoccus pueden consultarse en  Williams (1996); para la identificación de estados inmaduros de M. hirsutus pueden consultarse las  claves de Gullan (2000) y Miller (2001).  Para las claves de familias y géneros de Pseudococcidae  incluyendo  una  diferenciación  para  Maconellicoccus  hirsutus  puede  consultarse  a  Watson  y  Chandler (2000).      76 Fig. 15. Adulto de Cryptolaemus montrouzieri alimentándose sobre  Maconellicoccus hirsutus. Cortesía: Programa Emergente  Regional contra CRH en Nayarit y Jalisco, México (2004).  Fig. 16. Adulto de Anagyrus kamali sobre colonia de M. hirsutus.  Cortesía: Programa Emergente Regional contra CRH en Nayarit y  Jalisco, México (2004).  Apéndice 1. Descripción de la plaga 77 Fig. 17.  Morfología  de  la  hembra  adulta  de  M.  hirsutus  (tomado  de  Watson  y  Chandler 2000).  Apéndice 1. Descripción de la plaga Guías para la Vigilancia Entre los objetivos de la vigilancia para cochinilla rosada, en áreas o países donde no se encuentra  presente, pueden mencionarse:    a)  Detectar y verificar, cuanto antes, cualquier entrada o introducción de la misma;  b)  Una vez detectada la plaga, por muestreo directo en plantas o por el uso de trampas con  feromona sexual sintética, determinar si es posible, el origen de la incursión, delimitar el  área infestada y caracterizarla junto con la población de plaga [fisiografía; suelos; clima  de  la  zona  (condiciones  climáticas  imperantes  y  esperadas  en  el  corto  plazo);  hospedantes  (identificación,  distribución,  abundancia);  población  de  plaga  (dispersión,  incidencia,  daños,  comportamiento,  presencia  de  agentes  de  control  biológico  y  de  hormigas); vías identificadas (considerando su frecuencia de movilización)];  c)  Delimitar el área que podría funcionar como zona tampón;  d)  Recabar información necesaria  para  que puedan determinarse las áreas en peligro (con  base en un ARP);  f)  Recabar  información  necesaria  para  determinar  las  áreas  que  podrían  ser  controladas,  las áreas  que podrían estar bajo cuarentena y las posibles  zonas para el  establecimiento  de puestos de control o verificación;  g)  Recabar  información  para  la  toma  de  decisiones  sobre  las  técnicas  y  estrategias  de  control  a  emplear  (erradicación,  contención,  control  químico,  control  biológico,  restricciones, prohibiciones y la forma de ejecutarlas).    Meyerdirk  et  al.  (2001)  recomiendan  que  para  cualquier  encuesta  debe  considerarse  la  lista  de  hospedantes  reportados  (ver  Apéndice  4  de  este  plan  de  contingencia)  y  las  especies  locales  de  plantas  que  pudieran  ser  hospedantes.  Los  cambios  en  la  preferencia  de  hospedantes  que  experimenta  la  cochinilla  rosada  probablemente  ocurren  como  una  respuesta  a  cambios  en  el  hábitat, ambiente, e interacciones con el complejo local de flora, fauna, depredadores y parasitoides.   Por último, es necesario que los encuestadores elaboren una lista local de hospedantes basada en  los hallazgos locales que realicen.  Hay  dos  formas  llevar  a  cabo  encuestas  de  detección  para  cochinilla  rosada,  éstas  son:  1)  visual  (Meyerdirk  et  al.  2001);  2)  mediante  trampas  con  feromona  sexual  sintética  (Vitullo  et  al.  2007;  Hall  et  al.  2008).  La  encuesta  visual  es  efectiva,  si  se  presta  atención  a  los  hospedantes  preferenciales. En el Caribe por ejemplo, entre los hospedantes reportados como más comunes se  encuentran  Acacia  spp.,  algodón,  hibisco  (clavel  de  China,  Pacífico),  majagua,  uva  de  playa  y  guanábana.    Se  recomienda  realizar  las  encuestas  de  detección  en  lugares  residenciales,  hoteles  y  otros lugares comerciales o en campo abierto y a lo largo de las playas marítimas (Meyerdirk et al.  2001).    Cuando  se  realizan  encuestas  visuales  de  detección,  deben  revisarse  las  partes  de  las  plantas  hospedantes  preferidas  por  M.  hirsutus,  por  ejemplo:  los  brotes  terminales  (cogollos)  en  hibiscos  (Apéndice 8, Formularios 7 y 8), Acacia spp. y algodón; los frutos en guanaba y las uniones de las  hojas con el tallo, la hoja y sus nervaduras en la uva de playa (Meyerdirk et al. 2001).  Debido a que en el apareamiento la hembra de M. hirsutus libera una feromona sexual para atraer al  macho, en las encuestas también se emplean trampas con feromona sexual sintética.  Las trampas  pueden emplearse para determinar la densidad de población de cochinilla rosada en un área local y  en la delimitación de zonas para demostrar presencia o ausencia de la plaga a través de encuestas  (visuales) de detección.  78   Apéndice 1. Descripción de la plaga Los procedimientos para la preparación y empleo de las trampas de feromonas en las encuestas de  cochinilla  rosada  del  hibisco  pueden  consultarse  en  Meyerdirk  et  al.  (2001)  o  en  Meyerdirk  et  al.  (2003), así como el Apéndice 5 inciso C de este plan de contingencia.    Cuando  los  encuestadores  (inspectores)  u  otras  personas  encuentren  por  primera  vez  casos  sospechosos de cochinilla rosada (ver Apéndice 2 de este plan de contingencia en el que se incluye  una guía para el reconocimiento diferencial en campo de M. hirsutus entre varias especies de piojos  harinosos),  deberán  apresurarse  a  hacerlo  del  conocimiento  de  las  autoridades  fitosanitarias  (ONPF)  del  país  respectivo,  a  fin  de  que  se  tomen  las  medidas  fitosanitarias  de  emergencia  pertinentes.      MANEJO DEL RIESGO Es  recomendable  que  los  servicios  de  cuarentena  posean  la  lista  actualizada  de  los  países  con  presencia de cochinilla rosada, a fin de regular el comercio de plantas y partes de plantas vivas o  sus  productos,  procedentes  de  estos  países.    El  material  de  propagación  de  especies  de  plantas  hospedantes  de  M.  hirsutus  debería  inspeccionarse  en  el  período  de  crecimiento  previo  al  envío,  para certificarlo como libre de infestación de la plaga.  El Certificado Fitosanitario deberá garantizar  la  ausencia  de  la  plaga  en  los  envíos  de  plantas  o  de  sus  productos.    Cualquier  envío  de  plantas  frescas  procedentes  de  áreas  o  países  infestados  a  otra  área  o  países  libres  de  la  misma,  donde  pueda desarrollarse M. hirsutus, debería inspeccionarse exhaustivamente para verificar la ausencia  o presencia de la plaga (CABI 2005).      79 BIBLIOGRAFÍA AMIN,  A.  H.,  and  A.  S.  YOUSSEF.  2004.  Some  ecological  aspects  of  the  hibiscus  mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  in  vineyards  in  Egypt  (Hemíptera:  Pseudococcidae).  Pp:  199‐209. In: Proceeding of the X International Symposium on Scale Insect Studies.   BARTLETT,  B.  R.  1978.  Pseudococcidae,  pp:  137‐170.  In:  C.  P.  Clausen  (ed.),  Introduced  parasites  and  predators  of  arthropod  pest  and  weeds:  a  world  review.  U.  S.  Dep.  Agric.  Handb.  No.  480.  CABI. 2005. Crop Protection Compendium. Global Module. CAB International. United Kingdom.  Chong, J‐H., A. M. Roda, C. M. Mannion. 2008. Life history of the mealybug, Maconellicoccus hirsutus  (Hemíptera‐Pseudococcidae), at constant temperatures. Environ. Entomol. 37(2): 323‐332.  DGSV‐SENASICA‐SAGARPA. 2008. Apéndice Técnico‐Operativo de la Campaña Contra la Cochinilla  Rosada del Hibisco (Maconellicoccus hirsutus Green). Dirección General de Sanidad Vegetal,  Servicio  Nacional  de  Sanidad,  Inocuidad  y  Calidad  Agroalimentaria,  Secretaría  de  Agricultura, Gandería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (DGSV, SENASICA, SAGARPA).  MÉXICO, D.F.  Apéndice 1. Descripción de la plaga GARCÍA  VALENTE,  F. 2008. Control  Biológico de la Cochinilla Rosada del Hibisco,  Maconellicoccus  hirsutus  Green,  en  México.  Tesis  de  Doctorado  en  Ciencias.  Colegio  de  Postgraduados.  Montecillo, Texcoco, Estado de México, México.   GAUTAM,  R.  D.  1996.  Multiplication  and  use  of  exotic  coccinellids.  Technical  Manual.  St.  Agustin,  Trinidad.  Caribbean  Agricultural  and  Development  Institute  (CARDI)  Technical  Bulletin  series TB9626‐TO3.  GHOSE,  S.  K.  1972.  Biology  of  the  mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  (Pseudococcidae,  Hemíptera). Indian Agric. 16(4): 323‐332.  GULLAN,  P.  J.    2000.  Identification  of  the  immature  instars  of  mealybugs  (Hemíptera:  Pseudococcidae)  found  on  citrus  in  Australia.  Australian  Journal  of  Entomology  39(3):  160‐ 166.  HALL, D.G., A. RODA, S. L. LAPOINTE, and K. HIBBARD. 2008. Phenology of Maconellicoccus hirsutus  (Hemíptera:  Pseudococcidae)  in  Florida  based  on  attraction  of  adult  males  to  pheromone  traps. Florida Entomologist 91(2): 305‐310.  KAIRO, M. T .K., G. V. POLLARD, D. D. PETERKING, and V. F. LOPEZ. 2000. Biological control of the  hibiscus  mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  Green  (Hemíptera:  Pseudococcidae)  in  the  Caribbean. Integrated Pest Management Reviews 5: 241‐254.  MANI, M. 1989. A review of the pink mealybug‐ Maconellicoccus hirsutus (Green). Insect Sci. Applic.  10(2): 157‐167.   80 MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, y G.  FRANCIS.  2003.  Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del  hibisco.  Trad. IICA.  2ed.  San José, Costa Rica.  USDA – IICA.  P. irr.  Archivo PHM_Espanol.pdf.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.  MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, and G.  FRANCIS. 2001.  Biological control Pink Hibiscus Mealybug project manual.  USDA.  P. irr.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/PHM_Chapters.htm  MILLER, D.R.  2001.  Identification of the pink hibiscus mealybug, Maconellicoccus hirsutus (Green)  (Hemíptera: Sternorrhyncha: Pseudococcidae). Insecta Mundi 13(3/4): 189‐202.  PERSAD, A., and A. KHAN. 2002. Comparison of life table parameters for Maconellicoccus hirsutus,  Anagyrus kamali, Cryptolaemus montrouzieri and Scymnus coccivora. BioControl 47: 137‐149.  VITULLO,  J.,  S.  WANG,  A.  ZHANG,  C.  MANNION,  and  J.  C.  BERGH.  2007.  Comparison  of  the  sex  pheromone  traps  for  monitoring  pink  hibiscus  mealybug  (Hemíptera:  Pseudococcidae).  J.  Econ. Entomol. 100(2): 405‐410.  WATSON,  G.W.,  and  L.R.  CHANDLER,  2000.    Identificación  de  cochinillas  ó  piojos  harinosos  de  importancia en la región del Caribe.  Traducido por Marco A. Gaiani.  Londres, Reino Unido,  CABI Bioscience.  44 p.  WILLIAMS,  D.J.    1996.  A  brief  account  of  the  hibiscus  mealybug  Maconellicoccus  hirsutus  (Hemíptera: Pseudococcidae), a pest of agriculture and horticulture, with descriptions of two  related species from southern Asia. Bulletin of Entomological Research, 86(5): 617‐628.    APÉNDICE 2 DIAGNÓSTICO DE Maconellicoccus hirsutus Reconocimiento en Campo En  las  Figuras  18a‐c,  se  presentan  características  morfológicas  de  varias  especies  de  Pseudococcidae  de  importancia  económica  y  de  distribución  cosmopolita  que  pueden  ser  útiles para establecer un diagnóstico diferencial de campo de M. hirsutus.  81 Fig. 18a.  Características morfológicas de hembras adultas de  Pseudococcidae para reconocimiento en campo (tomado de  Meyerdirk et al. 2003).  Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus 82 Fig. 18b.  Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae  para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).  Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus 83 Fig. 18c.  Características morfológicas de hembras adultas de Pseudococcidae  para reconocimiento en campo (tomado de Meyerdirk et al. 2003).  Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus Las  características  principales  de  la  cochinilla  rosada  que  deben  tenerse  en  cuenta  en  un  reconocimiento de campo son las siguientes:    Huevos: − Los  huevos  se  encuentran  en  grupos  o  masas  entretejidos  mediante  una  red  protectora  de  fibras  cerosas  de  apariencia  algodonosa  (ovisacos)  que  llegan  a  cubrir por completo a la hembra adulta de M. hirsutus (Figuras 12b y 19);    84 Fig. 19.  Hembra adulta de M. hirsutus con oviscaco  y huevos expuestos. Cortesía: Programa  Emergente Regional contra CRH en Nayarit y  Jalisco, México (2004).   − El ovisaco es blanco, casi el doble de largo que de ancho, redondo en las puntas y  más o menos circular en la sección central;  − Los huevos son de color rosado muy tenue, pero rosado encendido en un extremo  − La superficie, aparentemente, algo cubierta o generalmente moteada por pequeños  filamentos algodonosos adheridos del ovisaco;  − Largo 0.35 mm; ancho 0.2 mm.    Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus Estados ninfales (rastreadores o caminantes): − Alongados y ovales;  − Color rosado claro;  − Patas bien desarrolladas y antena de 6 articulaciones;  − Sin  apéndices  marginales,  pero  ocasionalmente  con  un  poco  de  secreción  algodonosa en la región anal;  − Lóbulos anales más prominentes que en el adulto.      Hembras adultas: − Largo de 2 a 3.5 mm; ancho 0.9 a 2 mm;  − Color rojizo,  cubierta con  una capa blanca, cerosa,  harinosa,  rala que permite ver  a  través de ella, el color del cuerpo es rojo oscuro;  − Puede  estar  presente  una  secreción  algodonosa  en  el  extremo  posterior  de  su  cuerpo;  − Antenas  de  nueve  articulaciones,  con  pseudo  articulación  en  el  último  segmento,  con pelos gruesos prominentes en los tres últimos segmentos;  − Ausencia de alas, cuerpo ligeramente alongado y oval;  − Sin filamentos cerosos laterales;  − Sin filamentos caudales diferenciados.        Macho (pupa, cuarto estadio): − Algo alongado;  − Largo de 1.25 mm; ancho 0.4 mm;  − Color  pardusco;  − Fundas o paquetes de las alas desarrollados;  − Antenas dirigidas hacia atrás y alineadas al margen de la cabeza y del tórax.      Macho adulto: − Color rosado;  − Ojos y ocelos negros, el ocelo ventral ligeramente más grande;  − Dos alas tornasoladas;  − Dos  filamentos  cerosos  caudales  blancos,  algo  gruesos  y  del  largo  del  resto  del  insecto, cada filamento sostenido por dos setas de la mitad del largo del filamento;  − Antenas de 10 articulaciones, últimas tres articulaciones con muchas setas, con una  seta gruesa prominente en la extremidad de las tres últimas articulaciones.        85 Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus Las plantas, productos vegetales u otros artículos que pueden albergar la cochinilla rosada  se  presentan  en  varias  secciones  del  Apéndice  1  sobre  “Descripción  de  la  plaga”  y  en  el  Apéndice  4  sobre  la  “Lista  ampliada  de  hospedantes  de  la  cochinilla  rosada  del  hibisco  (Maconellicoccus hirsutus)”.    Las síntomas causados por la cochinilla rosada en las plantas hospedantes, las partes de la  planta preferidas por esta plaga, las fases o etapas de desarrollo más visibles, los lugares de  concentración y distribución de las poblaciones del insecto en el hospedante y los métodos  para detectarla pueden consultarse en el Apéndice 1 sobre “Descripción de la plaga” de este  documento.      Toma y Manejo de Muestras Entre  las  responsabilidades  que  deben  hacerse  del  conocimiento  del  personal  que  se  dedique a la toma de muestras están las siguientes: a) Recolectar las muestras apropiadas  para asegurar que el diagnóstico se haga lo más pronto posible y colocarlas en frascos con  alcohol  al  70%  o  95%;  b)  Verificar  que  las  muestras  se  encuentren  debidamente  etiquetadas  antes  del  empaque;  c)  Verificar  las  medidas  de  seguridad  para  el  empaque  y  transporte de las muestras; d) Apuntar en la libreta de campo datos adicionales observados  en  los  sitios  donde  se  recolecten  los  especímenes  (por  ejemplo,  evaluación  visual  de  las  plantas afectadas, síntomas observados, referencias para las fotografías si se han tomado,  datos  descriptivos  del  sitio  y  su  localización,  nombre  del  colector,  propietario  o  arrendatario del inmueble).        86 Materiales y equipo recomendado para el registro, toma y manejo de muestras 6   − Viales (frascos de vidrio con tapón de rosca = screw cap vials).  Diámetros de 15 a  25 mm y longitudes de 60 a 95 mm;  −  Alcohol etílico o isopropílico al 70% o 95% (el etílico puede prepararse a partir de  alcohol etílico desnaturalizado, sin colorantes, que venden en las farmacias);  − Papel vegetal (en tiras que puedan introducirse en los viales disponibles);  − Lápiz de grafito de dureza moderada (HB, B o 2B);  − Libreta de campo;  − Puede  ser  necesario  el  uso  de  papel  a  prueba  de  agua  para  escribir  cuando  está  lloviendo;  − Pinceles suaves (No. 0 ó 00);  − Tijera de podar;  − Bolsas plásticas y de papel de varios tamaños;  6 Lista de proveedores se incluye en el Apéndice 3. Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus − − − − − − − − − − − − − − − − − −   El  empleo  de  equipo  personal  (vestimenta)  apropiado  y  otros  materiales  y  aditamentos,  incluyendo el botiquín de primeros auxilios, podrán asegurar que se sigan procedimientos  apropiados para la toma de muestras.        Toma de muestras y etiquetado   o Al  encontrar  cochinillas  sospechosas  de  ser  M.  hirsutus,  remover  las  cochinillas  hembras  adultas  (y  otros  estadios  si  están  presentes)  de  las  partes  de  las  plantas  infestadas (terminales, retoños, ramas jóvenes), con pincel para pintar, una cánula,  aguja de disección o una pinza suave, y depositarlas en un frasco lleno con alcohol  etílico o isopropílico al 70% o 95%;    o En una etiqueta de papel vegetal u otro papel similar, que quepa adecuadamente en  el vial disponible, escribir con lápiz moderadamente suave (HB, B o 2B) de grafito la  fecha,  el  lugar,  la  planta  hospedante  de  donde  se  colectaron  las  cochinillas,  el  nombre  del  colector  y  la  identificación  tentativa.    Colocar  la  etiqueta  dentro  del  frasco  y  taparlo.    No  utilizar  tinta,  ya  que  la  mayoría  de  las  tintas  se  disuelven  en  alcohol.    No  doblar  la  etiqueta  ni  colocar  dos  etiquetas  separadas,  porque  pueden  pegarse una con otra y dificultar la lectura desde afuera del frasco.  El tamaño de la  etiqueta debe ser proporcional al del frasco para evitar daños al espécimen.      Hielera;  Bloques de gel congelados;  Lupas (10 ó 20x) aptas para el campo;  Agujas de disección,  Pinza de relojero;  Cámara fotográfica digital;  Sistema manual de posicionamiento geográfico (unidad que registra la fecha, hora y  coordenadas de localización);  Aspirador de insectos para captura de machos adultos o parasitoides;  Mapas (cuadrantes 1:25,000);  Navaja de bolsillo;  Generador de números al azar (barajas, dados, calculadora, tabla estadística);  Encendedor (de cigarrillos);  Toalla de mano;  Cinta métrica;  Pintura en spray (para marcado de sitios de toma de muestras);  Cinta reluciente de color;  Machete;  Mochila de encuestador (a prueba de agua, de material sintético).  87 Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus Transporte de muestras   − Se sugiere no transportar especímenes vivos de CRH;  − Si los recipientes con las muestras pueden romperse (por ejemplo si son de vidrio o  cualquier otro material frágil), colocarlos en forma protegida, empacándolos dentro  de otro recipiente más grande (al menos con 2.5 cm de holgura en todos los lados) y  rellenar los espacios con material de empaque suave.  Si son de vidrio, evitar el roce  directo entre sí o con otro material rígido;  − Si  se  transportan  especímenes  de  diferentes  lugares  en  un  mismo  paquete,  asegurarse de que cada una de las muestras se encuentre bien etiquetada;      Procesamiento de muestras en el laboratorio   Para  procesar  las  muestras  en  laminillas  para  su  identificación  específica  se  usará  el  método propuesto por Hamon y Kosztarab (1979).  Dentro de los componentes del cuerpo  de las cochinillas se encuentran: a) Proteínas, carbohidratos, lípidos y iones, suspendidos o  disueltos en agua que pueden eliminarse químicamente con una digestión en hidróxido de  potasio al 10% con calentamiento opcional o en frío y luego por lavados sucesivos en agua  destilada;  b)  La  capa  externa  cerosa  y  contenidos  corporales  cerosos/grasos  pueden  ser  disueltos  con  solventes  orgánicos  en  ausencia  de  agua;  c)  La  cutícula  inerte,  que  si  es  transparente,  debe  ser  teñida  con  fucsina  ácida  (si  la  cutícula  es  muy  oscura,  puede  aclararse para hacerla transparente con peróxido de hidrógeno y amoníaco).        Clarificación de los especímenes   Preparar una solución de hidróxido de potasio (KOH) al 10%.  Esta solución puede  obtenerse, en forma aproximada, al disolver 14 comprimidos (pellets) de KOH en 50  ml de agua destilada;  Seleccionar  los  especímenes  a  montar  (hembras  adultas),  verificar  que  estén  completos;  pinchar  los  especímenes  más  grandes  con  un  alfiler  entomológico  o  hacer un corte pequeño con una hoja de afeitar o bisturí en el abdomen del insecto;  Calentar  la  solución  de  KOH  a  una  temperatura  aproximada  entre  60  a  66  °C  (no  debe hervir) e introducir los especímenes seleccionados, mantener por 15 minutos  los especímenes en la solución a la temperatura especificada;  En un vidrio de Siracusa u otro recipiente apropiado de vidrio, con una espátula o la  punta  de  un  alfiler  entomológico,  remover  el  contenido  del  cuerpo  del  espécimen  hasta  dejarlo  transparente.    Si  fuera  necesario,  volver  a  calentar  en  KOH  brevemente.  Debe tenerse presente que la remoción del contenido intracorporal del  insecto es el paso más crítico.    88 Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus NOTA:  Si  el  tiempo  lo  permite,  mantener  los  especímenes  en  KOH  a  temperatura  ambiente durante una noche (método de maceración en frío).    Tinción de los especímenes, eliminación de agua y clarificación Después  del  proceso  en  KOH,  enjuagar  con  agua  destilada  los  especímenes  en  las  siracusas;  Teñir con fucsina ácida o doble teñido (con rosa de lignina, “lignin pink”).  Dejar los  especímenes  al  menos  por  15  minutos  (más  tiempo  es  aceptable).    Otro  líquido  recomendado  para  clarificación/tinción  es  el  líquido  para  áfidos  de  Essig 7   con  colorante;  Enjuagar  los  especímenes  en  etanol  (alcohol)  al  70%,  después  en  etanol  al  95%  y  finalmente en etanol al 100%;  Transferir  y  sumergir  los  especímenes  en  aceite  de  clavo  (clove  oil)  hasta  que  aclaren.    Cualquier  residuo  de  cera  deberá  desaparecer  en  este  paso.    Se  pueden  dejar los especímenes en aceite de clavo durante una noche o más tiempo.    Montaje de los especímenes y rotulado Colocar  una  gota  de  bálsamo  del  Canadá  adecuadamente  diluido  sobre  un  portaobjetos (el “histoclear” es un diluyente apropiado para el bálsamo).  Colocar los  especímenes  sobre  la  gota  de  bálsamo,  con  el  extremo  delantero  hacia  la  persona  que está haciendo el montaje.  Cubrir con un cubreobjetos;  Rotular  cada  montaje  adecuadamente,  si  ha  sido  posible  una  identificación  la  rotulación contendrá los datos siguientes:  Maconellicoccus hirsutus (Green)  Nombre del colector  Fecha de colección  Lugar de colección  Planta hospedante donde se recolectó    Identificación   En la Figura 20 se incluye un diagrama de una hembra adulta de  un Pseudococcidae, que  puede ser de utilidad para identificar las estructuras externas de este tipo de insectos.  Se  sugiere comparar estas estructuras, con las estructuras propias de Maconellicoccus hirsutus  que se presentan el la Figura 17; tomando en cuenta en esta comparación, la descripción de  las características principales de M. hirsutus que se presentan a continuación.    7 89 Receta del líquido para áfidos de Essig (de McKenzie 1967): Ácido láctico (85% grado reactante) 20 partes; Fenol (saturado en agua destilada) 2 partes; Ácido acético glacial 4 partes; Agua (destilada) 1 parte. El fenol es una sustancia con sospechas de ser carcinógena. Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus 90 Fig. 20.  Morfología general de una hembra adulta de Pseudococcidae (tomado de  Watson y Chandler 2000).  Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus Descripción morfológica   Como  ya  se  ha  descrito,  la  hembra  adulta  en  su  estado  natural  tiene  una  apariencia  rojo  oscuro con tendencia al anaranjado.  Se observa escasamente cubierta de una cera blanca  harinosa; no obstante, todos los individuos llegan a cubrirse completamente en el material  ceroso blanco del ovisaco.    Los especímenes montados en laminillas pueden llegar a medir hasta 3.8 mm de largo y 2.1  mm  de  ancho;  los  dos  lóbulos  anales  (uno  a  cada  lado  del  anillo  anal)  se  encuentran  de  poco  a  moderadamente  desarrollados.    En  el  ápice  de  cada  lóbulo  está  ubicada  una  seta  apical  de  250  a  330  μm  de  largo;  en  la  parte  ventral  del  lóbulo  se  presenta  una  sección  esclerotizada en forma de barra, denominada barra del lóbulo anal, que se extiende hacia  adelante, desde las bases de las setas apicales.  En la región media de la barra se observa  una sola seta.    Las antenas son de nueve segmentos, cada una de 380 a 470 μm de largo.    Las  patas  son  bien  desarrolladas.    El  trocánter  de  las  patas  traseras  incluyendo  el  fémur,  usualmente mide de 300 a 350 μm de largo, en raras ocasiones reducidos a 280 a 290 μm  de largo.  La tibia incluyendo el tarso de las patas traseras normalmente mide de 310 a 370  μm  de  largo,  en  raras  ocasiones  solamente  de  280  a  300  μm  de  largo.    La  garra  o  uña  es  corpulenta, de 35.0 a 37.5 μm de largo.  La proporción (cociente) de la longitud de la tibia  más el tarso de las patas traseras entre la longitud del trocánter más el fémur de las patas  traseras es de 1.00 a 1.16.  La proporción (cociente) de la longitud de la tibia de las patas  traseras entre la longitud del tarso de las patas traseras es de 2.30 a 2.60.  En el fémur y la  tibia de las patas traseras se encuentran presentes poros translúcidos, los de los fémures  algunas veces son pocos y no muy aparentes.    El labium es de 150 a 165 μm de longitud, aproximadamente de la misma longitud que la  placa clipeolabral.    El circulus (situado entre el tercer y cuarto segmento abdominal, Fig. 20) normalmente de  85  a  150  μm  de  ancho,  variando  considerablemente  de  forma,  casi  de  cuadrado  a  oval,  usualmente  con  constricciones  laterales  débiles  y  a  veces  dividido  por  una  línea  intersegmental, pero esta línea no es evidente en muchos especímenes.    Con  ostiolos  bien  desarrollados,  las  orillas  internas  de  los  labios  moderadamente  esclerotizadas,  cada  labio  con  1  a  3  setas  y  pocos  poros  triloculares  pero  con  variación  marcada.    El anillo anal de 80 a 95 μm de ancho con 6 setas, cada una de 125 a 150 μm de longitud.  Cuenta usualmente con 4 a 6 pares de cerarios, raras veces 7 pares (de las características  más  distintivas).    Cerarios  de  los  lóbulos  anales  cada  uno  con  2  setas  cónicas,  cada  seta  aproximadamente de 20 μm de longitud, y unos pocos poros triloculares, todos localizados  sobre  área  membranosa.    Cerarios  anteriores  frecuentemente  similares  pero  los  cerarios  91 Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus 92 más delanteros a veces reducidos a una sola seta o una o ambas setas sustituidas por setas  flageladas.    Superficie dorsal con setas flageladas gruesas.  Poros multiloculares de disco ausentes.  Los  poros  triloculares  uniformemente  distribuidos.    Poros  discoidales  minúsculos  y  escasos.   Numerosos  conductos  tubulares  con  anillo  oral;  usualmente  cada  uno  de  4  a  5  μm  de  diámetro, pero a veces más angostos, de 3.75 μm de ancho, y 7.5 a 8.5 μm de longitud.  El  anillo oral aproximadamente 10 μm de diámetro.  Los conductos tubulares con anillo oral,  cada  uno  más  angosto  que  un  poro  trilocular  y  aproximadamente  de  7.5  μm  de  longitud,  presentes  a  través  de  los  segmentos  medios  más  o  menos  en  filas  sencillas,  pero  a  veces  reducidos a solamente uno o dos en cada segmento.    Superficie ventral con setas flageladas normales, similares a las del dorso pero usualmente  más largas.    Poros  de  disco  multilocular  de  8.75  μm  de  diámetro  aproximadamente,  distribuidos  a  través  de  los  bordes  anterior  y  posterior  del  IV  segmento  abdominal  y  segmentos  posteriores,  a  menudo  alcanzando  hasta  los  sub‐márgenes;  a  veces  presentes  en  el  III  segmento  abdominal  y  raras  veces  en  el  área  central  de  la  cabeza.    Poros  triloculares  presentes con distribución uniforme.  Poros discoidales escasos.  Conductos tubulares con  anillo oral similares a los del dorso, presentes alrededor de los márgenes de tórax y de los  segmentos  abdominales  anteriores.    Conductos  tubulares  con  anillo  oral  de  dos  tamaños.   Los conductos de tipo grande, más angostos que un poro trilocular y aproximadamente de  10  μm  de  longitud,  están  dispuestos  en  filas  transversales  sobre  los  segmentos  abdominales  III  a  VI  y  alrededor  de  los  márgenes  laterales  de  todos  los  segmentos  abdominales;  otros,  están  esparcidos  en  las  áreas  medias  y  marginales  del  tórax.    Los  conductos de tipo pequeño, similares a los del dorso, están distribuidos, principalmente a  través de la parte media de los segmentos abdominales y mezclados con los de tipo grande  en los márgenes; otros están presentes en pequeñas cantidades sobre la cabeza y el tórax.        Envío de muestras para diagnóstico a lugares distantes Debido a que con frecuencia los especímenes que se preparan para una identificación en un  lugar  distante  no  se  devuelven,  es  recomendable  preparar  dos  o  más  especímenes  en  laminillas, unos para envío y otros para guardarlos como colección de referencia.  Si las muestras se preparan para enviarlas al exterior para identificación por expertos, es  conveniente consultar con ellos sobre los detalles de etiquetado, empacado y preservación  de los especímenes.    Si  las  muestras  se  envían  por  avión,  verificar  las  restricciones  que  pudieran  existir  para  determinados  tipos  de  envío,  con  el  objeto  de  evitar  confiscaciones  y  destrucciones  de  Apéndice 2.. Diagnóstico de Maconellicoccus hirsutus muestras.  Además, asegurarse de una adecuada rotulación del paquete con la dirección del  destinatario y de la confirmación de su entrega.    Por  ningún  motivo  se deben enviar  especímenes  vivos al  exterior, a  menos  que  haya  una  autorización por escrito de la autoridad oficial correspondiente del país receptor.          BIBLIOGRAFÍA   HAMON, A. B. Y M. KOSZTARAB. 1979. Morphology and systematic of the first instars of the genus  Cerococcus  (Homoptera:  Coccoidea:  Cerococcidae).  Morphology  and  Systematics  of  Scale  Insects. No. 11. Vir. Poly. Inst. and State Univ. Research Div. bull. 146. 122 p.  MCKENZIE,  H.  L.  1967.  Mealybugs  of  California.  With  taxonomy,  Biology,  and  Control  of  North  American  Species  (Homoptera:  Coccoidea:  Pseudococcidae).  University  of  California  Press.  California, pp: 525.  MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G.  FRANCIS.  2003.  Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del  hibisco.  Trad. IICA.  2 ed.  San José, Costa Rica.  USDA – IICA.  P. irr.  Archivo PHM_Espanol.pdf.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.  WATSON,  G.  W.,  and  L.  R.  CHANDLER,  2000.    Identificación  de  cochinillas  ó  piojos  harinosos  de  importancia en la región del Caribe.  Traducido por Marco A. Gaiani.  Londres, Reino Unido,  CABI Bioscience.  44 p.  93 APÉNDICE 3 CONTACTOS EN CASO DE INCURSIONES O BROTES DE COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Organizaciones Nacionales de Protección Fitosanitaria (ONPF) México Institución:      Cargo Resp.:   Dirección:    Tel.:    Correo­e:  Sitio Web:      Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:      Tel.:  Fax:   E‐mail:   Sitio Web:  Dirección General de Sanidad Vegetal   Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria  ‐ SENASICA ‐ SAGARPA  Director General de Sanidad Vegetal  Guillermo Pérez Valenzuela 127 – 2° piso   Col. del Carmen, Coyoacán, 04100, México D.F.  México  Conmut. (52 55) 5090 3000. Opción 1: Ext. 51319    www.senasica.gob.mx   Belice Belize Agricultural Health Authority (BAHA)   Chief Agriculture Officer (Director Agrícola)  Corner of Hummingbird Highway and Forest Drive,  P.O. Box 169,  Belmopan,  Belize  (501) 822 2241/42 o 822 2330  (501) 822 2409  [email protected]   www.baha.bz   Guatemala Institución:    Cargo Resp.:   Dirección:    Tel.:   Tel/Fax:    Correo­e:  Sitio Web:  Unidad de Normas y Regulaciones  Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación (MAGA)  Coordinador UNR  7a. Ave. 12‐90 Zona 13, Edif. Monja Blanca,   Ciudad de Guatemala, Guatemala  (502) 2413‐7389 (directo) / 2413‐7391/ 7385  (502) 2413‐7389 (directo) / 2413‐7391    http://portal.maga.gob.gt/portal/page/portal/uc_unr  94 Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes EL Salvador Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:      Tel.:  Fax:  Correo­e:  Sitio Web:      Institución:    Cargo Resp.:   Dirección:      Tel.:    Sitio Web:    Dirección General de Sanidad Vegetal y Animal (DGSVA) ‐MAG  Director General de Sanidad Vegetal y Animal  Edif. B, 2° nivel.  Final 1ª Avenida Norte y 13 Calle Poniente,   Av. Manuel Gallardo, Ctgo. a PROCAFE  Santa Tecla, La Libertad, El Salvador    (503) 2241 1700 (Conm);    (503) 2228 9029  http://www.mag.gob.sv/dgsva/   Honduras: Servicio Nacional de Sanidad Agropecuaria ‐ SENASA  Secretaría de Agricultura y Ganadería ‐ SAG,  Director General  SENASA  Edificio SENASA, Blvd. Miraflores, Av. La FAO, Col. Loma Linda,   ½ cuadra antes de INJUPEMP, Aptdo. Postal 309  Tegucigalpa, Honduras  (504)   235 8424 / 232 6313    http://www.senasa‐sag.gob.hn/   Nicaragua Institución:    Cargo Resp.:    Dirección:  Tel/Fax:  Correo­e:  Sitio Web:      Institución:    Cargo Resp.:  Dirección:  Tel.:   Fax:   Correo­e:  Sitio Web:      Dirección General de Protección y Sanidad Agropecuaria – DGPSA  Ministerio Agropecuario y Forestal   (MAGFOR)  Director General DGPSA  Km. 3½ Carretera a Masaya, Ctgo. a ‘Los Gauchos’, Managua  (505) 2278 5042;  Conmt.  2278 3418 / 4235  [email protected]  http://www.dgpsa.gob.ni/  Costa Rica Servicio Fitosanitario del Estado ‐ SFE  Ministerio de Agricultura y Ganadería ‐ MAG  Director(a) Ejecutivo(a)  Barreal, Heredia; Aptdo. Postal10094‐1000, San José,  Costa Rica  (506) 2260‐6190 / 2260 8300  (506) 2260‐8301  [email protected]  http://www.protecnet.go.cr/  95 Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes   Panamá Institución:    Cargo Resp.:  Dirección:  Tel.:  Fax:  Correo­e:  Sitio Web:    Dirección Nacional de Sanidad Vegetal   Ministerio de Desarrollo Agropecuario (MIDA)  Director Nacional de Sanidad Vegetal  Río Tapia, Tocumen, Aptdo. Postal 53‐90, Z‐5 Panamá  (507) 220 290 6710/ 266 0472 (Directo)  (507) 290 6710    http://www.mida.gob.pa/sanidadvegetal/httpdocs/index.html  República Dominicana Institución:    Cargo Resp.:  Dirección:      Tel.:    Fax:  Correo­e:  Sitio Web    Dirección de Sanidad Vegetal ‐ Dpto. de Sanidad Vegetal  Secretaría de Estado de Agricultura – SEA  Director de Sanidad Vegetal  Km. 6 ½ Autopista Duarte, Urb.  Los Jardines del Norte  Santo Domingo, República Dominicana  (809) 547 3888   Ext. 4100    (809) 562‐8939       96   Oficinas del OIRSA Oficinas de la Sede Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:  Teléfonos:  Fax:  Correo­e:  Sitio Web:    Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria  Director Ejecutivo   Calle Ramón Belloso, final Pje. Isolde, Col. Escalón, San Salvador  (503) 2263 1123 – PBX /  2263 1127 (Dirección)  (503) 2263 1128  [email protected]   www.oirsa.org  Oficinas de las representaciones en los países Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:      Teléfono:  Fax:  Representación del OIRSA en México  Representante   Acayucan, No. 9, Colonia Roma Sur,  Delegación Cuauhtémoc   C.P. 06760, México, D.F.  (52 55) 5564 7661 / 5564 6905  (52 55) 5584 2703  Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes Correo­e:  Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Correo­e:  Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:  Teléfono:  Fax:  Correo­e:  Sitio Web:          [email protected]   Representación del OIRSA en Belice  Representante  Agricultural Showgrounds, Belmopan City, Cayo District, Belize, C.A.    P.O. Box 426  (501) 822 0521  (501) 822 0522  [email protected]  Representación del OIRSA en Guatemala  Representante  21 Avenida 3‐12, Zona 15, Vista Hermosa 1,  Guatemala  (502) 2369 5900 / 5879 ‐80 ‐98 / 5998  (502) 2365 8599  [email protected]    www.oirsa.org.gt   Representación del OIRSA en El Salvador  Representante  Final 1ª Av. Norte y 13 Calle Oriente, Av. Manuel Gallardo,  Santa Tecla, La Libertad, El Salvador  (503) 2228 7841 / 7899 / 2288 0704  (503) 2228 7823  [email protected]   Representación del OIRSA en Honduras  Representante  Colonia Lomas del Guijarro, Calle Alfonso XIII #3735, Tegucigalpa  (504) 239 0316 / 232 9073 / 235 8410  (504) 232 9315  [email protected]   Representación del OIRSA en Nicaragua  Representante  Km. 3 ½ Carretera a Masaya, en el MAGFOR, fte. a Catedral Nueva   Managua,  Managua  (505) 278 1230  (505) 278 5175   [email protected]  [email protected]   Representación del OIRSA en Costa Rica  Representante  Rhomoser, Pavas, de la Plaza Mayor 100 m Este y 100 m Norte  Aptdo. Postal 3628‐1000, San José  (506) 2296 8284 ‐22 ‐80/ 2220 0624  (506) 2232 9943  Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Correo­e:  Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:  Teléfono:  Fax:  Correo­e:  Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Correo­e:              97 Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes Correo­e:    Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Correo­e:      Institución:  Cargo Resp.:  Dirección:    Teléfono:  Fax:  Correo­e:     [email protected]  Representación del OIRSA en Panamá  Representante  Área Social de Clayton, Calle Maritza Alabarca  Casas 1012 A‐B, Panamá, Panamá  (507) 317‐0901 ‐02 ‐03  (507) 317‐0900   [email protected]  Representación del OIRSA en República Dominicana  Representante  Plaza Independencia, Av. Independencia No. 348  Local 5‐A, 2° nivel, El Cacique, Distrito Nacional, Santo Domingo  (809) 533 7900  (809) 533 0720  [email protected]      Especialistas en cochinilla rosada del hibisco 98 Dr. Amanda Hodges  SPDN Entomology Coordinator  University of Florida/IFAS  Entomology‐Nematology Department  Natural Area Drive  PO Box 110620  Gainesville, FL 32611‐0620, USA  Correo‐e: [email protected].     Dr. Dale E. Meyerdirk  USDA, APHIS, PPQ  4700 River Road, Unit 135  Riverdale, MD 20737‐1236, USA  Correo‐e: [email protected]    Gillian W. Watson  California Department of Food and Agricultura  3294 Medowview Road  Sacramento, CA 95832‐1448, USA  Correo‐e: [email protected].    Douglass R. Miller  Systematic Entomology Laboratory  BARC‐West, Building 005  Beltsville, MD 20705, USA  Apéndice 3. Contactos en caso de incursiones o brotes Correo‐e: [email protected].    MC Nancy Villegas Jiménez  Análisis de Riesgo de Plagas  Dirección General de Sanidad Vegetal  SENASICA, SAGARPA  Guillermo Pérez Valenzuela No. 126  Col. Del Carmen Coyaocán CP 04100  México, D.F., México  Correo‐e:  [email protected]      Proveedores de equipo y materiales de laboratorio BioQuip® PRODUCTS: Equipo, suministros y libros para entomología y ciencias relacionadas.   2321 Gladwick Street Rancho Dominguez, CA 90220, USA.  Teléfono: (310) 667‐8800.  Fax: (310)  667‐8808.  Horas de oficina: 8:00AM ‐ 5:00PM Tiempo del Pacífico, de lunes a viernes.  URL:  http://www.bioquip.com/default.asp    South Carolina Scientific, Inc. Proveedor de liberadores con la feromona sexual de CRH.  Joseph J. James. President. 116 Wildewood Club Court. Columbia, South Carolina 29223 USA.  Teléfono: (803) 462‐0153. Cell: (803) 413‐6801. Fax: (803) 462‐9676. e‐ mail:[email protected]    The  Bug  Factory  Ltd.    1636  E.  Island  Highway  Nanoose  Bay,  British  Columbia  V9P  9A5.  Canada.  Email:  [email protected].  Laboratorio  de  Canadá  que  produce  comercialmente  al  depredador Cryptolaemus montrouzieri.    Backyardgardener, LLC. Proveedor de trampas tipo Delta.  P.O. Box 23598. Federal Way, WA 98093‐0598 USA.  http://www.backyardgardener.com/    Bicocontrol Network. Producción comercial de Cryptolaemus montrouzieri y de otros agentes de  control biológico.  Información General: 5116 Williamsburg Rd, Brentwood, Tennessee 37027, USA:  [email protected]. Ordenes: [email protected]. Webmaster: [email protected]. Tel:  (615) 370‐4301; Fax: (615) 370‐0662. http://www.biconet.com/biocontrol/cryp.html      99 NOTA:  Los  proveedores  de  equipo  y  materiales  de  laboratorio  antes  mencionados,  no  son  proveedores  únicos,  tampoco  se  incluyen  a  manera  de  recomendación  que  implique exclusividad.            APÉNDICE 4 LISTA AMPLIADA DE PLANTAS HOSPEDANTES DE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO (Maconellicoccus hirsutus) Cuadro 3.  Lista ampliada de plantas hospedantes de M. hirsutus.  Nombre  científico  Abelmoschus  esculentus  Aberia sp.  Abutilon indicum  Abutilon  theophrasti (= A.  avicennae)  Acacia farnesiana  Acacia nilotica  (=A. arabica)  Acacia sp.  Acalypha sp.  Acalypha hispida  Nombre  común  (español)  Okra  N/A    Yute de la China  Nombre común  (inglés)  Okra N/A Country mallow Velvetleaf Referencia y notas  CABI 2005, hospedante primario;  Mani 1989  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Hall, 1921, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall, 1921, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportada en Costa Rica  (Inbio)  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Persad, 1995, Citado por Meyerdirk  et al. 2003  Aromo macho,  Huisache cachito,  carbonero, espinal  Babul  Babul Acacia  Acalifa, hoja de  cobre  Cola de gato,  ricinela, cola de  zorro, moco de  pavo  Ortiga hindú  Wattles, acacia Copperleaf Cat’s tail 100 Acalypha indica  Indian nettle Copper leaf Holly‐leaved  Acanthus, Holly  Mangrove, Jeruju  putih  Man better man;  devil's horsewhip  Bael. bael tree, bel‐ fruit, Bengal quince,  Indian bael  Silver Queen Tantakayo Acalypha  Euforbia blanca;  marginata  Acalifa marginada  Acanthus ilicifolius  Jerujú  Achyranthes  indica (= A.  aspera)  Aegle marmelos  (=Crataeva  marmelos)  Aglaonema sp.  Albizia caribaea  Chile de perro,  rabo de ratón,  látigo del diablo;  apamarga  Marmelo, Bilva  Aglaonema, café  de la India  Conacaste blanco Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Albizia lebbeck  Nombre  común  (español)  Acacia amarilla,  Dormilon  (Colombia), Barba  de caballero  (Venezuela)  Gallinazo,  gavilana,  guanacaste blanco  Árbol de la lluvia Jasmín de cuba,  trompeta amarilla,  copa de oro  Alamanda,  trompeta de oro,  trompeta amarilla  Tara china, simio  chino  Jengibre rojo  Zingiberáceas,  gingers   Malvavisco  Huisquilite,  amaranto, bledo,  quelite de cochino    Anona  Chirimoya  Guanábana,  graviola, guanaba  Anona corazón,  anona redecilla,  corazón de buey,  anona colorada,  anona  Anonáceas  Anona, anona  blanca, atemoya,  anón, chirimoyo,  fruta del conde  Anturios  Anturio  Nombre común  (inglés)  Lebbekh, Siris tree, East Indian walnut,  Indian siris  Tantakayo, silk tree Saman Yellow buttercup,  Cup of gold  Allamanda Heart shae dasheen,  hooded dwarf,  elephant ear  Red ginger Ginger lily N/A Bhagi, pigweed Referencia y notas  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Albizia niopoides  Albizia saman  (=Samanea  saman)  Allamanda  cathartica  Allamanda sp.  Alocasia cucullata  Alpinia purpurata  Alpinia spp.  Althaea sp.  Amaranthus sp.  Angelica sp.  Annona sp.  Annona cherimola  Annona muricata  Annona reticulata  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportada en Costa Rica  (Inbio)  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante primario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario CABI 2005, hospedante primario Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante primario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  101 Cherimoya, custard  apple  Soursop Bullock's heart,  custard apple  Annona spp.  Annona squamosa  Atemoya Sugar apple,  custard‐apple,  sweetsop  Anthurium Williams 1986 Mani 1989; CABI 2005, hospedante  primario  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anthurium sp.  Anthurium  andraeanum  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Arachis hypogaea  Aralia sp.  Artocarpus sp.  Artocarpus altilis  Artocarpus  communis   Artrocarpus  heterophyllus  Asparagus  densiflorus  Asparagus  officinalis  Asparagus  setaceus  Asparagus sp.  Nombre  común  (español)  Maní, cacahuete  Aralia, angelica  Árbol de pan  Árbol de pan,  pana, ulu  Árbol de pan  Yaca    Espárrago    Espárragos  Carambola  Nombre común  (inglés)  Peanut, groundnut Angelica Breadfruit trees Breadfruit Breadnut Jackfruit Rice fern Asparagus Bridel fern Asparagus fern Carambola Neem tree Poi spinach N/A Bauhinia N/A Bean N/A Orchid tree Begonia Beetroot Referencia y notas  Mani 1989, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  CABI 2005, hospedante primario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  SAGARPA, 2007, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  102 Averrhoa  carambola  Azadirachta indica  Árbol de neem  Basella alba  Bauhinia  acuminata  Bauhinia forficata  subsp. pruinosa  (=candicans)  Bauhinia  racemosa  Bauhinia sp.  Bauhinia vahlii  Bauhinia  variegata  Begonia sp.  Beta sp.  Beta vulgaris  Espinaca blanca    Bauhinia, pata de  vaca          Begonia    Remolacha,  betabel  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Bidens pilosa  Bignonia sp.  Blighia sapida  Boehmeria sp.  Boehmeria nivea  Boehmeria nivea  Bougainvillea  spectabilis  Bougainvillea spp.  Brassaia  actinophylla  (=Schefflera  actinophylla)  Brassica oleracea  Caesalpinia  coriaria  (Poinciana  coriaria, Libidibia  coriaria)  Caesalpinia  decapetala  (=sepiaria)  Caesalpinia  pulcherrima  Cajanus cajan (=C.  indicus)  Nombre  común  (español)  Amor seco, rosilla  grande, hierba de  conejo  Jasmín de Virginia Akea  N/A  Ramio  Ramio  Bugambilia,  veranera  Bugambilia,  veranera  Árbol pulpo  Nombre común  (inglés)  Railway daisy,  shepherd´s needle,  Spanish needle  N/A Ackee N/A Ramie Ramie N/A Bougainvilla Octopus tree Referencia y notas  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Mani, 1989; CABI 2005, hospedante  primario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Repollo, Colifror Cabbages,  cauliflowers  Dividivi, cascalote,  Divi divi nacáscolo,  nacáscalo,  nacascalote,  agallo,  guaracabuya  N/A  N/A Flor barbona,  Guacamaya  Gandul, guandul,  arveja de Angola,  guandú, frijol  caballero, frijol  arveja  Cabello de ángel Calistemo  Ilan ilan, Ylang‐ Ylang  Chile pimiento,  chile dulce  Pride of Barbados,  paradise‐flower,  flower‐fence  Pigeon pea 103 Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989; Anon. 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Persad 1995, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Calliandra sp.  Callistemon sp.  Cananga odorata  Capsicum annum  Powder puff Bottle brush tree Ylang‐Ylang Sweet pepper, bell  pepper  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Capsicum  fructescens   Capsicum sp.  Carica papaya   Carissa acuminata  (= Carissa  bispinosa)  Carissa  macrocarpa  (=grandiflora)  Carissa ovata  (=Carissa brownii)  Cassia glauca  (=Senna  surattensis)  Cassia renigera  Cassia spp.  Casuarina sp.  Nombre  común  (español)  Chile picante  Chile  Papaya, lechosa  Pequeña  amatungula  Cerezo de Natal,  ciruelo de Natal  N/A  Senna  Casia rosada  Casia  Casuarina  Chatas, chula,  pervinca de  Madagascar,  mulata  Ceiba  Borlón, cresta de  gallo  Algarrobo, caroba Huele de noche  Chuela, Armuelle,  cenizo blanco  Antimonio,  mirabeles, moya  Crisantemo  Nombre común  (inglés)  Hot pepper Referencia y notas  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Seasoning pepper Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Papaya Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Red num num, small  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. amatungula  2003  Natal plum Kunkerberry Scrambled eggs,  kalamona  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  104 Catharanthus  roseus  Ceiba pentandra  Celosia cristata  Ceratonia siliqua  Cestrum  nocturnum  Chenopodium  album  Chrysanthemum  coronarium  (=Glebionis  coronaria)  Chrysanthemum  sp.  Pink Cassia,  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. Burmese pink cassia  2003  N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Casuarina Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Old maid, rose  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  periwinkle,  al. 2003  Madagascar  periwinkle  Kapok Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Cock comb,  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  Cockscomb  al. 2003  Carob, locust‐bean Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Ladies of the Night,  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  night jessamine  al. 2003  Fat hen, Williams 1986, CABI 2005,  lambsquarters,  hospedante secundario  goosefoot, wild  spinach  Crown daisy Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Daisy Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Chrysothemis  pulchella  Cissus verticillata  (=Cissus sicyoides)  Nombre  común  (español)  N/A  Bejuco ubí, tripas  de vaca,   Nombre común  (inglés)  Gesneriad Snake vine,  princessvine  Referencia y notas  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003.  Reportada en  Costa Rica (Inbio)  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportada en mesoamérica  {Germplasm Resources Information  Network ­ (GRIN) [Base de Datos en  Línea]}  Williams 1985; CABI 2005,  hospedante secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1986 Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; Anon. 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante primario  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989 Citrus aurantifolia  Citrus aurantium  (=bigarradia)  Citrus medica  Citrus paradisi  Citrus reticulata  (=nobilis)  Citrus sinensis  Citrus spp.  Citrus x paradisi  Clerodendrum  aculeatum  (=Clerodendrum  ternifolium)  Clerodendrum  infortunatum  (Incorrecto:  Clerodendron  infortunatum,  w3TROPICOS)  Clitoria ternatea  Lima, limón  criollo y limón  pérsico (entre  otros)  Naranja agria  Citron  Toronja  Mandarina  Naranja dulce  Lime Sour orange Citron Grapefruit Tangerine Sweet orange Todas las especies  All Citrus spp del género Citrus   Toronja  N/A  Grapefruit Bitter fence 105 N/A  Glory tree, glory  bowers  Coccoloba uvifera  Azulejo, conchitas,  papito, zapatico  de la reina,  zapotillo, conchita  azul  Uvero de playa,  uva de playa, uva  caleta  Butterfly pea,  cordofan pea, blue  pea, Asian  pigeonwings  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Cocos nucifera  Coco, cocotero  Seaside grape, shore  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  sea grape  al. 2003.  Distribuida en Centro  América  (http://www.ipgri.cgiar.org/Regions /Americas/programmes/TropicalFru its/)  Coconut Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Codiaeum spp  Codiaeum  variegatum  Coffea arabica  Coffea spp.  Colocasia sp.  Colocasia  esculenta  Colubrina  arborescens (=  Colubrina  ferruginosa)  Nombre  común  (español)  Croto  Croto  Café arábico  Café, cafeto  Malanga  Malanga, alcocaz,  colocasia, tayoba  Nombre común  (inglés)  Croton Croton Arabica coffee Coffee Referencia y notas  Anon. 1996, Persad 1995, Citados  por Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Williams 1989; CABI 2005,  hospedante secundario  Mani 1989; Anon. 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportada en Centro  América (Germplasm Resources  Information Network ­ (GRIN) [Base  de Datos en Línea])  106 Corchorus  capsularis  Corchorus olitorius  Yute de fruto  alargado, yute  Corchorus sp.  Cordia  curassavica  Yutes  Chaquiro, Palo de  Hierro, Palo de  Buey, Pino  Australiano,  Costex, Tatuán,  Cascalata, Corazón  de Paloma,  Cuerno de Buey  Yute blanco  White jute Eddoe & dasheen,  cocoyam, dasheen,  taro  Mauby, wild coffee CABI 2005, hospedante secundario Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportado en Centro  América (Germplasm Resources  Information Network ­ (GRIN) [Base  de Datos en Línea])  Nalta jute, Jew's  mallow, Jute  Jutes Black sage, mahot  noir  Oréganocimarrón Cordyline  terminalis  (=Cordyline  fruticosa)  Cosmos spp.  Couroupita  guianensis  Crataegus spp.  Crescentia cujete  Croto, Caña de la  India, Cornelina,  Gracena  Tostones  Bala de cañón,  palo del paraíso,  coco  Guagra manzana,  Manzanita, espino,  majuelo, acerolo  Calabacero,  crescencia, huacal,  morro  Cordyline, good luck  plant  Cosmos Cannonball tree Hawthorn Calabush tree,  calabash tree  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Crotalaria sp.  Croton flavens  Croton sp.  Cucumis sativus  Cucurbita sp.  Cucurbita maxima  Cucurbita  moschata  Cucurbita pepo  Cydonia (=Pyrus)  oblonga  Cynara scolymus  (= Cynara  cardunculus)  Cyperus sp.  Dahlia sp.  Datura spp.  Daucus carota  Nombre  común  (español)  Chipilín  Barredero, Ibacan Croto  Pepino  Cucúrbitas  Ayote, calabaza  Nombre común  (inglés)  Broom Croton Cucumber Referencia y notas  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Gourd Pumpkin, great  pumpkin  Ayote, calabaza  Pumpkinm, cheese  moscada, calabaza  pumpkin,   pellejo, calabaza  tropical, zapallo  Pipián, calabacín Squash, bitter bottle  gourd, ornamental  gourd  Membrillo,  Quince membrillero  Cardo de comer,  Artichoke, Scotch  alcachofa  thistle  Coyolillo, ciperus Dalia  Floripundia,  datura  Zanahoria  Sedges, nutsedge Dahlia Datura Carrot Royal poinciana,  flametree,  flamboyant  Orchids 107 Delonix  Árbol de fuego,  (=Poinciana) regia  flamboyán  Dendrobium  (variedades)  Dieffenbachia spp.  Dioscorea spp.  Diospyros kaki  Orquídeas  (variedades)  Diefenbachia, hoja  de la suerte,  lotería  Ñame  Caqui del Japón,  placa minera,  persimón  Persad 1995, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Dieffenbachia, dumb  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  cane, mother‐in‐law  al. 2003  plant  Yam Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Japanese  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. persimmon,  2003; CABI 2005, hospedante  Oriental  secundario  persimmon, kaki  persimmon  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Dizygotheca  elegantissima  (=Schefflera  elegantissima)  Dodonaea viscosa  Dracaena sp.  Duranta plumieri  (=Duranta erecta)  Nombre  común  (español)  Falsa aralia  Nombre común  (inglés)  False aralia Referencia y notas  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; Reportada en Centro América  {Germplasm Resources Information  Network ­ (GRIN) [Base de Datos en  Línea]}  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1924, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003.  Reportada en Costa Rica  (INBio  http://www.inbio.ac.cr/es/default.ht ml)  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003    Dracaena  Duranta  Switch sorrel Dracaena Golden dewdrop,  pigeon berry,  skyflower  Duranta Duranta Silverberry, oleaster Tassel flower Bottle bush weed, field horsetail  Blue sage Loquat, Japanese  medlar  Chamelie, gou ya  hua, pin wheel  jasmine  Shadow beni, false  coriander,  stinkweed  Coraltree Cockspur coraltree Mulungu, coral bean Coral tree Coral tree Duranta repens  (=Duranta erecta)  Duranta sp.  Elaeagnus sp.  Emilia spp.  Duranta  Duranta    Emilia  Equisetum arvense  Cola de caballo  108 Eranthemum  pulchellum  (=nervosum)  Eriobotrya  japonica  Ervatamia  coronaria (=  Tabernaemontana  divaricata)  Eryngium  foetidum  Erythrina  corallodendrum  Erythrina crista­ galli  Erythrina speciosa  (=reticulata)  Erythrina spp.  Erythrina stricta  (=indica)  Salvia azul  Níspero del Japón,  níspero japonés  Jasmín de la India Culantro, cilantro  cimarrón, cilantro  de la Habana,  perejil  Eritrina, árbol del  chocho, madera  inmortal  Arbol del coral,  ceibo  Árbol coral  Poró, pito,  helequeme,  gualiqueme  Árbol coral  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Erythrina  variegata  Erythrina  variegata  Erythrina  vespertilio  Erythroxylum sp.  Eugenia  jambolana (=  Syzygium cumini)  Eugenia  malaccensis  (=Syzygium  malaccense)  Eugenia spp.  Euphorbia  pulcherrima  Euphorbia spp.  Ficus sp.  Ficus benghalensis  Ficus benghalensis  (= Ficus indica)  Ficus benjamina  (=nitida)  Nombre  común  (español)  Pito  Pito, pompón  haitiano, poró  bragado, deiko  Árbol coral alas de  murciélago  Coca  Guayabo pesgua,  yambolana  Manzana de agua.  pomarrosa de  Malaca  Eugenia  Pascua  Euforbia  Ficus  Banyan, baniano Banyan  Laurel de la India Nombre común  (inglés)  Indian coral tree Variegated  immortelle, Indian  coral tree, dadap  Barswing coral, gray  corkwood, bat's  wing coral tree  Coca Java plum, jambolan Pommerac, Malay  apple, mountain  apple  Wax apple, sour  cherry  Poinsettia Milkweed Ficus Banyan Indian banyan Banyan tree,  benjamin tree,  weeping laurel,  benjamina fig,  weeping fig  Common fig, fig Perina, poroh,  teregam  Rubber plant, India  rubber fig  N/A N/A Referencia y notas  CABI 2005, hospedante secundario Mani 1989; Anon. 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1989,   Mani 1989,  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario CABI 2005, hospedante secundario Williams 1986; Mani 1989  Hall 1921, Anon. 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Mani 1989 Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Sinonimia de Ficus indica  109 Ficus carica  Ficus cunia  Ficus elastica  Ficus laurifolia  Ficus  pellucidopunctata  (= Ficus indica,  Ficus indica L. var.  gelderi (Miq.)  King)  Higuera común,  higo    Árbol de hule,  palo de hule  N/A  N/A  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Ficus platyphylla  Ficus religiosa  Ficus semicordata  Ficus sycomorus  Ficus virens  (=infectoria)  Flacourtia indica  (= Gmelina indica)  Nombre  común  (español)  N/A  Nombre común  (inglés)  N/A Referencia y notas  Gerbera sp.  110 Gliricidia sp.  Gliricidia sepium  Glycine max  Gossypium  arboreum  Gossypium  arboreum  Gossypium  herbaceum  Gossypium  herbaceum  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Pipal, higuera de  Peepul tree, botree,  Mani 1989, Citado por Meyerdirk et  agua, árbol del bo  peepul, pipal, sacred  al. 2003  fig    CABI 2005, hospedante secundario Sicomoro  Sycamore fig,  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. mulberry fig  2003  Árbol cortina  Spotted fig, curtain  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. fig  2003  Ciruela  Batoko plum,  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  gobernadora  governor's plum,  al. 2003  Indian plum,  Madagascar plum,  ramontchi  Gerbera, guervera,  Gerbera Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  margarita  al. 2003  africana,  margarita del  Transvaal    CABI 2005, hospedante secundario Cacahuananche,  Nicaraguan  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  madre de cacao,  cocoashade, quick  al. 2003  madrecacao,  stick, black pepper,  madriado, mata  Mexican lilac  ratón, piñón  amoroso, piñón  florido, mdero  negro  Soya, soja, frijol  Soyabean Williams 1985; CABI 2005,  soya  hospedante primario  Algodón arbóreo Cotton tree CABI 2005, hospedante primario Algodonero  arbóreo  Algodón herbáceo Algodonero,  algodonero  herbáceo  Algodón,  algodonero  Algodón  Tree cotton Short staple cotton Levant cotton,  Arabian cotton,  Maltese cotton,  short staple cotton,  Syrian cotton  Bourbon cotton Cotton Mani 1989 CABI 2005, hospedante primario Mani 1989, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Gossypium  hirsutum  Gossypium sp.  CABI 2005, hospedante primario Williams 1985; CABI 2005,  hospedante primario  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Grevillea robusta   Grewia sp.  Haldina cordifolia  Hamelia sp.  Nombre  común  (español)  Roble australiano,  pino de oro, roble  sedoso  N/A  Haldu  Nombre común  (inglés)  Silk oak, Australian  silky oak  Phalsa Haldu, tong lueang Scarlet bush, scarlet  hamelia  Referencia y notas  Mani 1989 Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Corarillo,  canutillo,  chichipince,  coloradillo,  cachimbilla, pico  de pájaro  Helianthus annuus  Girasol  Heliconia spp.  Heliconia,  platanillo,  platanera  silvestre,  platanillo enano,  bijao, riqui riqui  Hevea brasiliensis  Caucho, árbol de  hule  Hibiscus acetosella  Hibisco de hojas  rojas  Hibiscus boryanus  Hibiscus  cannabinus  ???  Kenaf, cáñamo de  la India, clavelina  Sunflower Heliconia, lobster‐ claw, wild plantain,  false bird of  paradise  Rubber Red leaf hibiscus, false roselle, African  rose mallow  ??? Kenaf, deccan hemp,  bimli, bimli hemp,  Indian hemp,  Bombay hemp,  bastard Jute, bimli  Jute  Blue mahoe, Cuban  bast  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  CABI 2005, hospedante secundario Mani 1989 Williams 1986 Mani 1989, CABI 2005, hospedante  primario  111 Hibiscus elatus  Hibiscus  esculentus  Hibiscus manihot  (=Abelmoschus  manihot)  Hibiscus mutabilis  Majagua, mahoe  azul, balibago,  purau  Okra, quimbombó,  Okra, gombo,  gombo, quiabo  gumbo, lady´s  fingers, bhindi  Aibika, pajiza  Aibika, sunset  muskmallow,  manioc hibiscus,  bele, hibiscus root  Rosa algodón,  Cotton rose,  rosa de mayo   confederate rose,  Dixie rosemallow  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005  Williams 1986 Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Hibiscus rosa­ sinensis  Nombre  común  (español)  Nombre común  (inglés)  Referencia y notas  Hibisco, rosa de la  china, clavel  japonés, hibisco  chino, pacífico,  flor de avispa,  pavona  Hibiscus sabdariffa  Acedera de  Guinea, rosa de  jamaica, serení  Hibiscus sabdariffa  Agrio de Guinea,  var. altissimus  Azeda de Guiné,  Carcadé, Cururú  azédo  Hibiscus sabdariffa    var. sabdariffa  Hibiscus    schizopetalus  Hibiscus spp.  Hibisco, malva  Hibiscus sp.  Hibiscus  surattensis  Hibiscus syriacus  Hibiscus tiliaceus  Holmskia  sanguinea  Inga sp.  Ipomoea batatas  Ipomoea sp.  Ixora spp.  Jacaranda sp.  Jacaranda  mimosifolia  Jasminum sambac  Jasminum sp.  Kalanchoe spp.  Hibisco      Majagua de  marisma      Camote        Jacaranda    Jasmín    Hibiscus, China rose,  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  Chinese hibiscus,  primario  rose of China  112 Roselle, Indian Mani 1989; CABI 2005, hospedante  sorrel, Jamaica  primario  sorrel, red sorrel  Roselle, fiber  hibiscus, Guinea  sorrel, Indian sorrel,  Jamaica sorrel,  karkadé, lemon  bush  Sorrel Anon., 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Coral hibiscus Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Hibiscus, mallow,  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  Rosemallows  primario  Rosemallows N/A Williams 1986 Shrub althea Coast cottonwood Chinese hat N/A Sweet potato Morning glory tree Ixora Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  CABI 2005, hospedante secundario Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Jacaranda Aiton Jasmine, lady of the  night  Wonder of the  world  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Kigelia spp.  Lactuca sativa  Lagerstroemia  speciosa  Lantana camara  Laportea aestuans  Leonotis  nepetifolia  Leucaena sp.  Leucaena  leucocephala  Leuceana glauca  Lighia sapida  Lycopersicon  esculentum  Macaranga sp.  Malpighia glabra  (=punicifolia)  Malus sylvestris  Malvaviscus  arboreus  Mangifera indica  Manihot esculenta  Manilkara zapota  Medicago sativa  Melia azederach  Melicocca  bijugatus  (=bijuga)  Miconia cornifolia  Mikania cordata    Nombre  común  (español)  Lechuga    Cinco negritos        Leucaena      Tomate    Acerola      Mango  Yuca  Níspero, chico  zapote  Alfalfa    Mamón      Nombre común  (inglés)  N/A Lettuce Queen of flowers Lantana Stinging nettle Honeysuckle Leucaena Leuceana Referencia y notas  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003, CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Ackee Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Tomato Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  CABI 2005, hospedante secundario Acerola, West Indies  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  cherry  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Crab‐apple tree CABI 2005, hospedante secundario N/A Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mango Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Cassava Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Sapodilla Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Alfalfa, lucerne Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Chinaberry Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Genip Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Malestomac hempweed Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989 113 Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Mimosa pudica  Mimosa rubicaulis  Morus sp.  Morus alba  Morus nigra  Morus sp.  Murraya exotica  Murraya koenigii  Murraya  paniculata  (=Chalcas  paniculata)  Musa  Musa spp.  Musa x  paradisiaca  Mussaenda spp.  Myrtus communis  Nephrolepis  biserrata furcans  Nephrolepis  exaltata  Nerium oleander  Nombre  común  (español)  Dormilona,  sensitiva    Árbol de mora  Mora, morera,  morera blanca  Mora        Naranjo jasmín,  mirto  Banano, guineo  Guineos  Plátano    Mirto      Rosa laurel,  Narcizo, adelfa,  baladre,  mataburro  Cacto, nopal  Nombre común  (inglés)  Sensitive plant N/A Mulberrytree Mora, white  mulberry  Black mulberry A mulberry Sweet lime Curry leaf Sweetlime, jasmine  orange  Banana Banana Plantain Mussaenda Myrtle Fish tail fern Boston fern Oleander Referencia y notas  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Ghose 1972 CABI 2005, hospedante primario Mani 1989; CABI 2005, hospedante  primario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1986 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996 y Chang & Miller 1996,  Citados por Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Williams 1985 CABI 2005, hospedante primario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989; Anon. 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Williams 1985 Williams 1985; CABI 2005,  hospedante secundario  CABI 2005, hospedante secundario 114 Opuntia sp.  Prickly pear Shrimp plant N/A Horsebean, Mexican  palo verde  A bean White head, Parthenium weed  Pachystachys lutea    Paritium sp.  Parkinsonia  aculeata  Parkinsonia sp.  Parthenium  hysterophorus  Passiflora sp.    Palo verde, espina  de Jerusalem    Artemisilla    Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Passiflora edulis  Passiflora edulis  var. edulis  Passiflora  granadilla  Passiflora  quadrangularis  Pavonia sp.  Peperomia  pellucida  Pereskia bleo  Persea sp.  Persea americana  Petiveria alliacea  Petrea arborea  Phaseolus mungo  Phaseolus vulgaris  Philodendron spp.  Phoenix  dactylifera  Phoenix sylvestris  Phyllanthus acidus  Phyllanthus niruri  Prunus domestica  Prunus persica  Psidium guajava  Punica granatum  Pyrus communis  Nombre  común  (español)  Granadilla,  pasionaria,  maracuya                Aguacate, palto        Frijol común    Palma dátil      Chancapiedra  Ciruela  Durazno  Guayaba  Granada  Pera  Nombre común  (inglés)  Passionfruit Passion fruit Barbadeen Giant granadilla N/A Shining bush African rose Avocado Maouipoui Petrea Mung bean String bean, common bean  Philodendron Date palm Wild date palm Damson Stone breaker, seed‐ under‐the‐leaf  Plum Peach Guava Pomegranate Pear Referencia y notas  CABI 2005, hospedante primario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Chang & Miller 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003;  CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario CABI 2005, hospedante secundario Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  115 Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Quisqualis sp.  Rhododendron sp.  Rhoeo sp.  Ricinus communis  Rivinia humilis  Robinia  pseudoacacia  Rosa spp.  Russellia  equisetifolia  Saccharum  officinarum  Salix sp.  Samanea saman    Nombre  común  (español)  Nombre común  (inglés)  N/A Referencia y notas  Chang & Miller 1996, Citado por  Meyerdirk et al. 2003; CABI 2005,  hospedante secundario  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante primario Azalea    Higuerilla    Falsa acasia,  robinia  Rosal    Caña de azúcar  Sauce llorón  Carreto, samán,  cenicero, carreto  negro, cenízaro,  genícero,  genízaro,  guachapalí        Pirul              Casia de Siam  Boundary plant Castor bean Cats’ blood Black locust Rose Antigua heath Sugarcane Willow Rain tree 116 Schefflera  actinophylla  Schefflera  elegantissima  Schefflera sp.  Schinus molle  Schinus  terebenthifolius  Sciadophyllum  pulchrum  Scindapsus aureus  Scoparia dulcis  Senna italica  Senna obtusifolia  Senna siamea  Octopus tree False aralia Schefflera California  peppertree  Brazilian  peppertree  N/A Devil’s ivy Sweet broom N/A Wild senna Cassia, Thailand  shower  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  secundario  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Senna sulfurea  (Cassia glauca,  Cassia  arborescens)  Sesbania sesban  (=aegyptiaca)  Sida acuta  Solanum  aethiopicum  Solanum bicolor  Solanum  melongena  Solanum  tuberosum  Spondias chili  Spondias cytherea  (=dulcis)  Spondias dulcis  Spondias mombin  Nombre  común  (español)  Palo de zorrillo,  Flor de San José    Escobilla      Berenjena  Papa      Jocote  Jocote  Nombre común  (inglés)  Smooth wild  sensitive plant,  smooth senna  N/A Sida, broom weed N/A An ornamental Eggplant Potato Plum Golden apple Hog plum Red plum Yellow plum Purple mombin Vervine A weed N/A Jamoon, Java plum,  black plum  French cashew White cedar Poui Chamelie Tamarind Referencia y notas  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1985; CABI 2005,  hospedante primario  Williams 1986 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989 CABI 2005, hospedante secundario Williams, 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  CABI 2005, hospedante primario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Spondias purpurea  Jocote  Spondias purpurea  var. lutea  Spondias sp.  Stachytarpheta  jamaicensis  Symedrella  nodiflora  Syngoniun  podophyllum  Syzygium cumini   Syzygium  malaccense  Tabebuia  heterophylla  Tabebuia sp.  Ciruelo  Jocote        Ciruelo negro,  guayabo pesgua        117 Tabernaemontana    divaricata  Tamarindus indica  Tamarindo  Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Nombre  científico  Tecoma capensis  Tecoma  grandiflora  Tecoma stans  Tectona grandis  Templetonia sp.  Tephrosia sp.  Terminalia  catappa  Terminalia  mantaly  Terminalia spp.  Tetracera sp.  Theobroma cacao  Thunbergia erecta      Nombre  común  (español)  Nombre común  (inglés)  Cape Honeysuckle Chinese trumpet  vine  Trumpet flower Teak N/A Tropical almond, Singapore almond  Terminalia,  Umbrella tree  N/A Cocoa Thunbergia N/A Cowpea Common periwinkle Grape, Grapevine Tannia, cocoyam Corn, maize N/A Indian jujube, Jujube Buffalo thorn N/A Jujube, Chinese Date Referencia y notas  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989 Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante primario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Williams 1986; CABI 2005,  hospedante secundario  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  CABI 2005, hospedante secundario Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Williams 1986 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003  Chang & Miller 1996, Citados por  Meyerdirk et al. 2003  Mani 1989; CABI 2005, hospedante  primario  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Ezzat 1958, Citado por Meyerdirk et  al. 2003; CABI 2005, hospedante  secundario  Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et  al. 2003, CABI 2005, hospedante  secundario  Williams 1986 Mani 1989 Hall 1921, Citado por Meyerdirk et al. 2003  Esperanza,  trompeta amarilla  Teca      Almendro de  playa, almendro  de la India        Cacao    118 Tithonia urticifolia  Gigantón  Vigna unguiculata   Mucuna  Vinca minor  Vitis vinifera  Xanthosoma spp.  Zea mays  Zizyphus jujuba  (=vulgaris)  Zizyphus  mauritiana  Zizyphus  mucronata  Zizyphus sp.  Zizyphus spina­ christi    Uva  Ñame  Maíz    Yuyuga, perita  haitiana, jujuba        Apéndice 4. Lista ampliada de plantas hospedantes Hospedantes conocidos únicamente por el nombre común o por una designación imprecisa    Orengo thyme  Pon‐pom  Palma (Familia‐Palmae)  Numeras malezas gramíneas  Malezas leguminosas            Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003 Anon. 1996, Citado por Meyerdirk et al. 2003   BIBLIOGRAFÍA CABI. 2005. Crop Protection Compendium. Global Module. CAB International. United Kingdom.  GHOSE,  S.  K.  1972.  Biology  of  the  mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  (Pseudococcidae,  Hemiptera). Indian Agric. 16(4): 323‐332.  Mani, M. 1989. A review of the pink mealybug‐ Maconellicoccus hirsutus (Green). Insect Sci. Applic.  10(2): 157‐167.  MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G.  FRANCIS.  2003.  Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del  hibisco.  Trad. IICA.  2 ed.  San José, Costa Rica.  USDA – IICA.  P. irr.  Archivo PHM_Espanol.pdf.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/ppq/manuals/domestic/pdf_files/PHM_Espanol.pdf.  SAGRPA.  2007.  Acuerdo  por  el  que  se  instrumenta  el  Dispositivo  Nacional  de  Emergencia  en  los  términos  del  artículo  46  de  Ley  Federal  de  Sanidad  Vegetal,  con  el  objeto  de  controlar  y  mitigar el riesgo de dispersión de la cochinilla rosada del hibisco (Maconellicoccus hirsutus)  en  México.  Secretaría  de  Agricultura,  Ganadería,  Desarrollo  Rural,  Pesca  y  Alimentación  (SAGARPA).  DIARIO  OFICIAL  DE  LA  FEDERACIÓN,  Primera  Sección,  pgs:  72‐80.  31  de  diciembre de 2007.  WILLIAMS, D. J. 1986. The identity and distribution of the genus Maconellicoccus Ezzat (Hemiptera:  Pseudococcidae) in Africa. Bull. Ent. Res. 76: 351‐357.       119 APÉNDICE 5 SUGERENCIAS SOBRE PROCEDIMIENTOS DE ENCUESTA PARA M. hirsutus A. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE DETECCIÓN Se recomienda el empleo de esta fórmula cuando se estime que la incidencia (real o actual)  de la plaga es baja.    En este caso se asume que existe una interrelación entre el tamaño de la muestra, el nivel  de confianza y el umbral de detección.  La confianza se expresa en porcentaje y el umbral  de detección en una escala de valores entre cero y uno.    Fórmula:      Nivel de confianza = 1 – (1 – incidencia de diseño) tamaño de muestra   Al despejar aplicando logaritmos se tiene:      log (1 – nivel de confianza)   Tamaño de muestra =   log (1 – incidencia de diseño)     En  el  Cuadro  4  se  presentan  tamaños  de  muestra  calculados  a  diferentes  niveles  de  confianza e incidencias de diseño.    Los valores pueden obtenerse en MS Excel.  Para una incidencia de diseño del 1% (0.01) y  con un nivel de confianza del 95%, la fórmula es:     =(LOG((1‐0.95),10))/(LOG((1‐0.01),10))      Si la precisión del método de muestreo es menor que 0.95, es necesario ajustar el tamaño  de la muestra.  Para el ajuste puede emplearse la siguiente fórmula.      (tamaño de muestra calculado)   Tamaño de muestra ajustado =   precisión del método       120 Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta Cuadro 4.  Tamaños de muestra calculados sin tomar en cuenta la precisión del método de  muestreo 8 .  121 Se puede asumir que la incidencia de M. hirsutus después de una incursión será muy baja en  los primeros días; no obstante, podría darse una dispersión y multiplicación rápida si hay  abundancia de hospedantes en el lugar, si las condiciones climáticas son favorables o si en  la incursión no viene acompañada de sus enemigos naturales.  Todas las predicciones que  se hagan deben fundamentarse en evidencias documentales, teniendo en cuenta la biología  de la plaga.    Otra  situación  a  la  que  debe  prestarse  atención,  si  se  emplea  la  fórmula  anterior,  es  el  criterio para expresar la incidencia.  Para la detección de M. hirsutus, podría expresarse la  incidencia como porcentaje de hospedantes preferidos infestados en un lugar de muestreo  (cantón,  caserío,  lugar  de  producción,  colonia,  parque),  dentro  de  estos  lugares  podría  establecerse  otra  subdivisión  tal  como  calle,  cuadra,  campo,  sector  y  dentro  de  estas  subdivisiones, seleccionar los “sitios de muestreo” donde se tomará la unidad (superficie,  plantas, partes de plantas) a examinar.  Como la plaga ataca tanto a árboles grandes como a  plantas  pequeñas  o  arbustos,  la  selección  podría  hacerse  solamente  de  plantas  pequeñas,  ya  que  éstas  pueden  examinarse  con  más  facilidad.    El  examen  puede  hacerse  en  los  terminales  del  tercio  medio  y  superior  de  las  plantas.    De  existir  plantas  hospedantes  Tomado de: McMAUGH, T. 2005. Guidelines for surveillance for plant pests in Asia and the Pacific. Canberra, Australia. Australian Centre for International Agricultural Research (ACIAR). pp. 52. Capítulo 2. Disponible en Internet: http://www.aciar.gov.au/web.nsf/att/ACIA-6HZ6HT/$file/chapter%202.pdf http://www.aciar.gov.au/web.nsf/doc/ACIA-6HZ3TK 8 Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta predilectas  en  el  “sitio  de  muestreo”,  el  examen  debería  de  hacerse  sobre  una  de  estas  plantas (por ejemplo Hibiscus rosa­sinensis).    B. CÁLCULO DEL TAMAÑO DE LA MUESTRA EN ENCUESTAS DE MONITOREO   Los  escenarios  en  los  que  puede  aplicarse  esta  fórmula  son:  1)  cuando  se  requiera  determinar  la  proporción  de  hospedantes  infestados  en  una  localidad  (cantón,  caserío,  campo,  lugar  de  producción,  colonia,  parque);  2)  Si  se  quiere  determinar  el  número  de  cuadras  (manzanas),  campos  (lotes),  jardines,  infestados  por  cochinilla  rosada  en  el  municipio o distrito.    La  fórmula  que  se  propone  se  usa  cuando  se  escoge  el  95%  de  confianza  y  la  incidencia  esperada  es  mayor  que  el  2%.    Se  emplea  la  variable  “Z”  que  se  deriva  de  la  distribución  normal y que posee un valor de 1.96 para un 95% de confianza (empleado  en  la  fórmula  que se presenta).  Nótese que para el 99% de confianza “Z” tiene un valor de 2.58 y para  90% de 1.65.  El ancho del intervalo de confianza y la incidencia de diseño se expresan en  decimales entre cero y uno para la fórmula siguiente:    Tamaño de muestra =  (Z/ancho  del  intervalo  de  confianza)2  x  incidencia  de  diseño x  (1 – incidencia de diseño)      Por ejemplo, cuando el ancho del intervalo de confianza es de 5% y el de la incidencia de  diseño de la plaga es del 20%, el tamaño es:    Tamaño de muestra requerido = ((1.96/0.05)2 x 0.2 (1‐0.2)) = 246    Este mismo resultado puede obtenerse con MS Excel, empleando la fórmula siguiente:    Tamaño de muestra =((1.96/0.05)^2*0.2*(1‐0.2))       En el Cuadro 5 se presentan ejemplos para cálculos de tamaños de muestra a un nivel de  confianza del 95% y a diferentes incidencias de diseño.        122 Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta Cuadro 5.  Ejemplos de cálculos de tamaños de muestra realizados con niveles de confianza  del 95% 9 .  Notas: 7  Estos  valores  de  porcentajes  son  una  función  del  porcentaje  de  la  incidencia  de  diseño.   Por  ejemplo,  un  ancho  de  intervalo  de  confianza  de  5%  en  derredor  a  una  incidencia  de  diseño del 20% significa que el ancho es igual al 5% de 20%, esto es ± 1%.  Esto significa  también que el intervalo de confianza se extiende entre 19% a 21%.  8 El tamaño de muestra es el mismo para una incidencia de diseño de 2% y 98% porque la  fórmula usada para calcular el tamaño de muestra implica la multiplicación de la incidencia  de diseño por 1 – la incidencia de diseño, esto significa que las parejas que suman 100%  requieren del mismo número de sitios (unidades) de muestreo.      C. USO DE TRAMPAS CON FEROMONA SEXUAL SINTÉTICA 123 El  dispositivo  con  la  feromona  sexual  sintética  de  CRH  (Zhang  et  al.,  2004)  tiene  una  capacidad para atraer machos hasta por una distancia de 500 m. Se recomienda colocar las  trampas  cerca  de  hospedantes  preferenciales  (hibisco)  en  áreas  urbanas,  puertos,  aeropuertos, puntos de verificación fitosanitaria, zonas hoteleras, puntos fronterizos, áreas  de  producción  como  viveros  y  huertos  (guanábana,  guayabo),  centros  de  acopio,  Tomado de: McMAUGH, T. 2005. Guidelines for surveillance for plant pests in Asia and the Pacific. Canberra, Australia. Australian Centre for International Agricultural Research (ACIAR). pp. 55. Capítulo 2. Disponible en Internet: http://www.aciar.gov.au/system/files/node/2311/MN119+Part+1.pdf; http://www.aciar.gov.au/web.nsf/doc/ACIA-6HZ3TK 9 Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta 124 empacadoras de productos vegetales. En México, cuando ya se detecta un nuevo brote de  CRH,  el  Programa  Emergente  contra  CRH  recomienda  colocar  las  trampas  con  feromona  sexual en intervalos de separación de 1 a 5 km.    Tomando en cuenta el ciclo biológico de la CRH, que requiere de aproximadamente 25 días,  y que los machos viven durante 2‐3 días, se recomienda revisar las trampas cada 15 días y  cambiarlas de posición dentro del área de trampeo.  El septo con el cebo, se puede cambiar  cada  1  a  2  meses,  sobre  todo  si  se  trata  de  programas  de  monitoreo  para  detectar  infestaciones tempranas, esencial cuando el objetivo es la erradicación.      Las  trampas  como  la  Jackson  (Scentry  In.,  Bukeye,  AZ,  USA)  tienen  una  tira  de  cartón  movible  o  reemplazable,  sobre  la  que  se  coloca  el  pegamento  o  adherente,  con  la  cual  es  más  fácil    darle  servicio  y  la  trampa  de  cartón  puede  durar  más  tiempo  que  otras  disponibles en el mercado (Delta, Pherocon IIB, Pherocon V). La tira o tarjeta se retira, se  guarda en una bolsa de polietileno y se lleva al laboratorio para su análisis (Vitullio et al.,  2007).  En  cambio  la  trampa  tipo Delta  (Scentry  In.,  Bukeye, AZ, USA) (Figura 21) tiene la  ventaja  de  que  es  más  selectiva  para  atrapar  machos  de  CRH,  aunque  las  aberturas  pequeñas de esta dificultan la entrada de insectos no objetivo y de objetos extraños. Si se  toma en cuenta el tamaño pequeño de los machos de CRH, la entrada a la trampa de objetos  grandes puede incrementar el tiempo para revisar las trampas y permitir que los machos  pasen  inadvertidos.  Lo  anterior  es  muy  importante  si  se  trata  de  un  programa  de  monitoreo para detectar infestaciones tempranas de baja incidencia (Francis et al. 2007).  Sin  importar  qué  trampa  se  decida  usar,  ya  en  el  laboratorio  los  machos  adultos  que  se  capturen deben pasar por un proceso de aclaración, tinción y montaje en laminillas, para su  determinación  específica  (Método  propuesto  por  Hamon  y  Kosztarab,  1979).  Al  microscopio compuesto se debe observar una estructura en forma de gancho en la base del  aedago o genitalia del macho (Figura 22a y b).    Fig. 21.  Trampa tipo Delta. Cortesía:  Programa Emergente Regional  contra CRH en Nayarit y Jalisco,  México (2004). Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta a) b) Fig. 22. Macho de M. hirsutus capturado en trampa con feromona sexual. Preparación en  laminillas (montaje en Bálsamo de Canadá) usando método de Hamon y Koztarab (1979). a)  Macho adulto; b) Genitalia de macho con esclerito en forma de “Y” sobre la base de la cápsula  genital. Imágenes por J. Valdez Carrasco, 2008.    D.   125 TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO SOBRE LA EVALUACIÓN PORMENORIZADA DEL ESTABLECIMIENTO DEL PARASITOIDE Para  evaluar  la  colonización  (desarrollo  de  una  o  más  generaciones  en  el  campo)  y  el  establecimiento (habilidad de permanecer por lo menos 3 años en el campo) de A. kamali,  se  han  desarrollado  procedimientos  de  muestreo  que  pueden  emplearse  también  para  determinar la dispersión del parasitoide a varias distancias desde los lugares de liberación  originales.    Debe tenerse en cuenta que la recuperación, durante un período de tiempo, de parasitoides  en M. hirsutus vivo, reflejará el porcentaje de parasitismo en M. hirsutus en ese período de  recolección; también indicará la presencia o ausencia de los parasitoides y la proporción de  los parasitoides colectados por especie.  El porcentaje de parasitismo puede calcularse con  base en el número total de M. hirsutus vivos colectados.    Otra situación que debe observarse es el hiperparasitismo.  Sucede cuando un parasitoide  primario  o  parasitoide  “bueno”  (el  que  mata  a  la  cochinilla  al  desarrollarse  a  partir  de  huevos  depositados  dentro  de  esta,  por  una  hembra  adulta  del  parasitoide)  es  atacado,  dentro  del  cuerpo  de  la  cochinilla,  por  otro  parasitoide  (hiperparasitoide  o  parasitoide  secundario) por lo que se considera un parasitoide “malo”.  Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta 126 Materiales y métodos   Para evaluar el establecimiento del agente de control biológico se necesita de los materiales  y equipos siguientes:    Una manta de abatimiento, 0.6 x 0.6 m, de tela blanca;  Un  bastón  para  manta  de  abatimiento  de  0.3  m  de  largo  por  3.8  cm.  de  grueso), enclavijado;  Pincel (aproximadamente tamaño cero);  Hielera y paquetes de hielo azul (gel);  Dos contadores, cada uno de cuatro dígitos;  Un microscopio de disección y fuente de luz;   Pinza de disección o de relojero;  Una lupa manual (10 x de aumento);  Cápsulas de gelatina calidad farmacéutica (tamaño cero);  Tijera de podar;  Muestra de prueba;  Formularios para recopilar información;  Bolsas grandes de plástico y de papel;  Tabla estándar para llenado de formularios.    Para establecer el porcentaje de parasitismo se recomienda seguir los pasos siguientes:    Paso 1: En los mismos lugares del “estudio de campo” donde se recolectaron las muestras  de  plantas  para  los  conteos  de  densidad  de  población  de  M.  hirsutus,  recolectar  adicionalmente, al azar, por lo menos cuatro ramas jóvenes infestadas; colocarlas dentro de  una  bolsa  de  papel  y  etiquetarlas  con  “Porcentaje  de  Parasitismo”.    Tomar  en  cuenta  la  información siguiente:    − Nombre del recolector;  − Fecha de recolección;  − Planta hospedante;  − Dirección  (calle,  número  y  nombre,  colonia  o  barrio,  municipio  o  corregimiento,  departamento o provincia, si es un inmueble urbano; en un inmueble rural apuntar  el  campo  o  lote,  lugar  de  producción  o  finca,  cantón  o  caserío,  municipio  o  corregimiento, departamento o provincia);  − Nombre del propietario;  − Registros iniciales (deberá indicar la localización de la planta de la que se tomó la  muestra – incluir un mapa sencillo).    Las  muestras  para  la  evaluación  de  porcentaje  de  parasitismo  pueden  colectarse  mensualmente en los lugares que se hayan destinado para llevar el conteo de la densidad  de población de M. hirsutus.    Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta Paso  2:  Mantener  las  muestras  frescas  colocándolas  en  una  hielera  portátil  que  contenga  paquetes  de  gel  congelada  (bloques  de  hielo)  y  no  permitir  que  se  expongan  a  temperaturas elevadas.  No dejarlas dentro del vehículo cerrado.  Estos especímenes deben  mantenerse vivos y enviarse al laboratorio para un período de desarrollo adicional.    Paso  3:  En  el  laboratorio,  sacar  las  ramas  de  la  bolsa  de  papel  y  comenzar  a  observarlas  bajo el microscopio de disección.  Con un pincel, separar cuidadosa e individualmente las  ninfas  vivas  del  segundo  y  tercer  estadios  y  las  cochinillas  adultas,  y  colocar  cada  una  dentro  de  una  cápsula  de  gelatina  (tamaño  cero).    De  cada  rama,  transferir  aproximadamente  25  individuos  de  M.  hirsutus  a  cápsulas.    Encapsular  un  total  de  100  individuos  de  M.  hirsutus  por  sitio  por  fecha.    Si  la  muestra  contiene  menos  de  100  cochinillas  y  las  cuatro  muestras  han  sido  procesadas,  el  número  podrá  ser  bajo,  pero  representará  el  porcentaje  relativo  de  parasitismo  con  menos  de  100  individuos.    Si  se  necesitaran más individuos de la cochinilla, se podrán utilizar también las muestras de las  ramas  usadas  para  calcular  la  densidad  de  la  población  de  la  cochinilla.    Colocar  las  cápsulas en una caja de cartón o bolsa con una etiqueta indicando la información específica  de localización y la fecha de recolección.  Todas las momias de M. hirsutus sin agujeros de  salida  también  deben  ser  encapsuladas  y  colocadas  dentro  de  un  contenedor  separado  (esto último corresponde al hiperparasitismo).    Paso 4: Mantener las bolsas (o cajas de cartón) que contienen las cochinillas encapsuladas  en  gelatina,  en  el  laboratorio  a  una  temperatura  controlada  de  21  °C  a  30  °C,  durante  30  días,  y  luego  examinarlas  bajo  el  microscopio  de  disección  (estéreo  microscopio).  Los  ejemplares  de  parasitoides  recién  emergidos  deben  de  colocarse  en  viales  con  alcohol  al  70%,  debidamente  etiquetados,  para  su  posterior  procesamiento  y  determinación  específica. Todas las cochinillas que fueron parasitadas normalmente tendrán emergencia  de  parasitoides  dentro  de  la  cápsula.    Registrar  el  número  de  las  cochinillas  que  forman  parte  de  la  muestra,  el  número  de  parasitoides  por  cápsula,  las  especies  de  parasitoides  identificadas, y el sexo de todos los especímenes en las cápsulas, por cada sitio y por fecha  de  recolección;  hacerlo  en  el  formulario  respectivo  que  se  incluye  en  el  Apéndice  8  (Formulario 2).   Meyerdirk et al. (2003) y Meyerdirk et al. (2001) presentan Ilustraciones  sobre algunos parasitoides de cochinilla rosada.    Paso  5:  Dividir  el  número  total  de  cochinillas  vivas  recolectadas  y  encapsuladas  entre  el  número  de  cápsulas  que  contengan  parasitoides  emergidos  y  multiplicar  por  100  para  calcular  el  porcentaje  de  parasitismo.    Si  un  hiperparasitoide  emerge  de  la  muestra,  contarlo  como  si  fuera  una  cápsula  de  cochinilla  parasitada.    Apuntar  el  resumen  de  los  datos de campo en el formulario respectivo que se incluye en el Apéndice 8 (Formulario 3).    Dividir  el  número  de  cochinillas  parasitadas  atacadas  por  una  de  las  especies  de  parasitoides,  entre  el  número  total  de  cochinillas  parasitadas,  y  multiplicar  por  100  para  obtener el porcentaje presente de esa especie dentro del complejo de parasitoides.  Dividir  el número de cápsulas parasitadas por una especie entre el total de cochinillas parasitadas,  y multiplicar por 100 para obtener el porcentaje de parasitismo por esta especie.  127 Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta E. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA EVALUACIÓN RÁPIDA DEL PARASITOIDE 128 Para  recolectar  una  muestra  rápida  a  fin  de  determinar  la  “Presencia  en  Campo”  de  parasitoides, proceder de la forma siguiente:    Mediante  el  empleo  de  una  lupa  (10X)  examinar  los  terminales  de  la  planta  hospedante  observando  la  presencia  de  masas  nuevas  o  viejas  de  huevos  y  cochinillas  vivas.    Otras  plantas  hospedantes  pueden  examinarse  observando  a  través  del  lente  el  fruto,  las  nervaduras  centrales  de  las  hojas  y  la  corteza  del  árbol.    Los  estados  avanzados  de  parasitismo en M. hirsutus aparecen como “momias” y usualmente pueden verse asociados  con  masas  de  huevos.    Las  momias  tienen  una  apariencia  tendiendo  a  color  marrón,  de  forma  oblonga,  debido  a  los  cuerpos  hinchados  de  M.  hirsutus.    Si  el  parasitoide  ha  emergido  de  la  momia,  un  orificio  de  salida  será  aparente  en  uno  de  los  extremos  de  la  momia.    La  momia  es  el  exoesqueleto  endurecido  de  la  cochinilla  que  se  hinchó,  pero  las  patas  y  antenas  pueden  usualmente  verse  mediante  una  lupa.    La  presencia  de  estas  momias y los orificios de salida es un excelente indicador de que la cochinilla está siendo  parasitada.        Monitoreo de hiperparasitoides Los hiperparasitoides son parasitoides secundarios que atacan al parasitoide primario, por  lo  que  son  especies  indeseables  en  los  programas  de  control  biológico  clásico  o  por  aumento.  Pueden  encontrarse  atacando  otras  especies  de  parasitoides  asociados  a  otras  especies de piojos harinosos presentes en la localidad, por lo que posteriormente también  pueden atacar a M. hirsutus y sus parasitoides introducidos que se han establecido en una  determinada  región.    Normalmente  parasitan  a  los  parasitoides  primarios  en  desarrollo  avanzado  (especialmente  en  estadio  de  pupa),  como  en  el  estadio  de  momia.    A  fin  de  determinar el impacto de estos hiperparasitoides locales sobre el parasitoide primario de  M. hirsutus, tendrá que establecerse un sistema de monitoreo.  Todos los hiperparasitoides  emergerán de la momia de M. hirsutus, igual que los parasitoides primarios.  Por tanto, se  deben recolectar todas las momias de M. hirsutus sin agujeros de salida que se encuentren  en las ramas de toma de muestras del porcentaje de parasitismo o densidad de población  de M. hirsutus.  Colocar individualmente estas momias sin agujeros de salida en las cápsulas  de gelatina y depositarlas aparte en una bolsa de papel o caja de cartón o caja petri.    Colocar la viñeta siguiente: muestra de “% de HIPERPARASITISMO”.    Para  evaluar  el  hiperparasitismo  pueden  emplearse  los  procedimientos  de  muestreo  siguientes:    Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta Encapsular  individualmente  todas  las  momias  de  M.  hirsutus  colectadas  en  los  lugares  de  muestreo  de  densidad  de  población  y  porcentaje  de  parasitismo.   Colocarlas aparte en bolsas de papel, cajas de cartón o cajas petri;  − Colocar en la viñeta “% de HIPERPARASITISMO”, el nombre del colector, la fecha  de  recolección,  dirección  del  lugar  (nombre,  calle,  número,  cantón  o  caserío,  departamento o provincia), planta hospedante, etc.;  − Mantener las momias bajo temperaturas controladas en el laboratorio (21 a 30 ºC);  − Examinar las cápsulas 15 a 30 días después y tomar nota sobre: número individual  de  parasitoides,  especie,  sexo.    Si  el  hiperparasitoide  no  puede  ser  identificado,  mantener  cada  parasitoide  y  momia  en  viales  con  alcohol  al  70%  para  su  identificación  posterior.    Si  se  necesita  una  confirmación  de  identidad  tanto  de  la  momia  como  del  hiperparasitoide,  enviar  ambos  al  laboratorio  de  referencia  adecuado para su identificación.    Si  se  requiere  una  encuesta  de  monitoreo  para  la  evaluación  de  los  depredadores,  en  Meyerdirk et al. (2003) y Meyerdirk et al. (2001), puede consultarse un procedimiento para  este fin.          F. TOMA DE MUESTRAS PARA LA ENCUESTA DE MONITOREO EN UNA EVALUACIÓN DEL CONTROL DE Maconellicoccus hirsutus POR Anagyrus kamali − 129 Para la evaluación del control biológico de M. hirsutus por A. kamali se puede emplear un  procedimiento basado en el muestreo de la densidad de población de la plaga, en lugares  preseleccionados  antes  de  la  liberación  del  parasitoide,  por  períodos  regulares  (normalmente cada 3 meses).    Debido a que la técnica de muestreo que se describe ha sido desarrollada en Hibiscus rosa­ sinensis  (clavel,  rosa  de  china),  esta  planta  deberá  seleccionarse  como  planta  hospedante  estándar  para  la  toma  de  muestras.    Pueden  tomarse  muestras  de  otras  plantas  hospedantes, si se modifican las técnicas de toma de muestras para uso en estas plantas y  para registrar el comportamiento de M. hirsutus en las mismas.        Selección del sitio para evaluación del control   Las  propiedades  residenciales  usualmente  son  los  mejores  lugares  para  establecer  los  sitios  de  evaluación  del  control  biológico.    Deben  evitarse,  en  lo  posible,  lugares  donde  normalmente  se  utilicen  plaguicidas,  por  ejemplo,  jardines  de  hoteles  y  otros  establecimientos comerciales.  Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta 130   Toma de muestras para la evaluación del control biológico de M. hirsutus   − Al centro de la superficie exterior del seto, seleccionar al azar una terminal de rama  joven y cortarla a 15 cm de longitud desde la punta hacia el tronco, incluyendo una  parte adicional de la porción leñosa de la rama;  − Repetir el procedimiento anterior por tres veces más alrededor de la misma planta o  cada 61 cm a lo largo del seto, para obtener una muestra representativa.  En total se  recolectarán cuatro terminales de una misma planta o seto por sitio de evaluación;  − Depositar cada rama terminal en forma individual en una bolsa de papel, cerrarla y  etiquetarla con la información siguiente:  o nombre del colector;  o fecha de recolección;  o planta hospedante;  o dirección  (nombre  de  calle  y  número,  colonia  o  caserío,  municipio,  provincia o departamento y nombre del propietario si está disponible);  o número de muestra;  − Tomar una fotografía (digital o con película de diapositiva) para documentar el sitio  y la condición de la planta al inicio del programa de liberación.  Amarrar una cinta  de color en una rama grande de la planta de hibisco donde se tomó la muestra, a fin  de marcar el sitio para referencias futuras;  − Mantener la muestra en un lugar fresco o dentro de una hielera portátil con bloques  (paquetes) de gel congelados hasta que sea examinada en el laboratorio.  No dejar  las  muestras  en  el  vehículo  con  las  ventanas  cerradas,  ya  que  las  temperaturas  elevadas pueden deteriorar la muestra;  − En el laboratorio, sacar las muestras de la bolsa y medir 15 cm desde la punta de la  rama hacia el tronco, cortar  y  descartar la parte sobrante de la porción leñosa de la  rama;  − Examinar  cada  terminal  de  rama  bajo  el  microscopio  de  disección  (estereomicroscopio), observando desde el tronco hacia la punta.  Rotar suavemente  la  rama  y  contar  y  remover  todos  los  ovisacos  según  sea  necesario.    Examinar  los  ovisacos  para  determinar  la  presencia  o  ausencia  de  huevos  o  rastreadores.    Se  tienen que remover y examinar en forma separada las hojas y otras ramas presentes  en  la  muestra.    Contar  y  registrar  todos  los  segundos  y  terceros  estadios  de  la  Es  recomendable  seleccionar  ramas  de  hibisco  moderadamente  infestadas  con  M.  hirsutus  (las  plantas  severamente  infestadas  pueden  estar  en  paso  de  muerte  y  puede  ser que no se recuperen y mueran).  Por ejemplo, ramas de 1 a 2 m de largo por 0.6 a 1 m  de ancho, o varias ramas de un seto.    Debe  establecerse  un  acuerdo  con  el  dueño  de  la  propiedad  de  no  aplicar  ningún  plaguicida a la planta hospedante seleccionada, ni cerca del lugar de la evaluación y que  no pode  las plantas.  Debe obtenerse también el consentimiento del dueño para entrar a  la propiedad y para podar las plantas cuando sea necesario.      Apéndice 5. Sugerencias sobre procedimientos de encuesta − − − cochinilla,  los  adultos  machos  y  hembras,  larvas  y  adultos  de  depredadores  y  las  momias  (cochinillas  parasitadas),  registrando  las  que  tengan  y  las  que  no  tengan  orificios  de  salida.    Usar  el  formulario  respectivo  que  se  incluye  en  el  Apéndice  8  (Formulario 1) para la recopilación de datos de incidencia (densidad de población)  de  CRH.    Los  contadores  de  mesa  son  muy  útiles  para  este  propósito,  cada  uno  identificado  con  el  nombre  del  estadio  de  la  cochinilla  que  está  contando.    Pinza,  cánula y pincel son herramientas muy útiles durante este proceso;  Utilizar  el  Formulario  1,  del  Apéndice  8,  para  totalizar  los  datos  de  conteos  de  incidencia de M. hirsutus;  Restablecer  en  cero  los  contadores  antes  de  proceder  a  realizar  el  conteo  de  la  próxima rama terminal;  Recolectar muestras trimestralmente para monitorear las densidades de población  de  M.  hirsutus  en  los  lugares  de  evaluación  del  control  y,  según  sea  necesario,  en  otros lugares.    BIBLIOGRAFÍA FRANCIS, A., K. A. BLOEM, A. L. RODA, S. L. LAPOINTE, A. ZHANG, O. ONOKPISE. 2007. Development  of  trapping  methods  with  a  synthetic  sex  pheromone  of  the  pink  hibiscus  mealybug,  Maconellicoccus hirsutus (Hemipetera: Pseudococcidae) Fla. Entomol. 90(3): 440‐446.  HAMON, A. B. Y M. KOSZTARAB. 1979. Morphology and systematic of the first instars of the genus  Cerococcus  (Homoptera:  Coccoidea:  Cerococcidae).  Morphology  and  Systematics  of  Scale  Insect. No. 11. Vir. Poly. Inst. and State Univ. Research Div. bull. 146. 122 p.  MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS,  G.  FRANCIS.  2003.  Manual del proyecto para el control biológico de la cochinilla rosada del  hibisco.  Trad. IICA.  2 ed.  San José, Costa Rica.  USDA – IICA.  P. irr.  Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/import_export/plants/manuals/domestic/downloads/phm_esp anol.pdf   MEYERDIRK, D. E., R. WARKENTIN, B. ATTAVIAN, E. GERSABECK, A. FRANCIS, M. ADAMS, G.  FRANCIS. 2001.  Biological control Pink Hibiscus Mealybug project manual.  USDA.  P. irr.   Disponible en Internet:  http://www.aphis.usda.gov/import_export/plants/manuals/domestic/downloads/phm.pdf   VITULLIO,  J.,  S.  WANG,  A.  ZHANG,  C.  MANNION,  J.  C.  BERGH.  2007.  Comparison  of  the  sex  pheromone  traps  for  monitoring  pink  hibiscus  mealybug  (Hemiptera:  Pseudococcidae).  J.  Econ. Entomol. 100(2): 405‐410.   ZHANG,  A.,  D.  AMALIN,  S.  SHIRALI,  M.  S.  SERRANO,  R.  A.  FRANQUI,  J.  E.  OLIVER,  J.  A.  KLUN,  J.  R.  ALDRICH, D. E. MEYERDIRK, S. L. LAPOINTE. 2004. Sex pheromone of the pink hibiscus  131   mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus,  contains  an  unusual  cyclobutanoid  monoterpene. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101: 9601‐9606.   APÉNDICE 6 GLOSARIO acción  de  emergencia.    Acción  fitosanitaria  rápida  llevada  a  cabo  ante  una  situación  fitosanitaria nueva o imprevista [CIMF, 2001]  acción  fitosanitaria.    Operación  oficial,  tal  como  inspección,  prueba,  vigilancia  o  tratamiento,  llevada a cabo para aplicar medidas fitosanitarias [CIMF, 2001; revisado CIMF, 2005]  agente  de  control  biológico.    Enemigo  natural,  antagonista  o  competidor  u  otro  organismo,  utilizado para el control de plagas [NIMF n.º 3, 1996; revisado NIMF n.º 3, 2005]  análisis  de  riesgo  de  plagas  (interpretación  convenida).    Proceso  de  evaluación  de  las  evidencias biológicas u otras evidencias científicas y económicas para determinar si un organismo  es  una  plaga,  si  debería  ser  reglamentado,  y  la  intensidad  de  cualesquiera  medidas  fitosanitarias  que hayan de adoptarse contra él [FAO, 1995; revisado CIPF, 1997; NIMF n.º 2, 2007]  área bajo cuarentena.  Un área donde existe una plaga cuarentenaria y que está bajo un control  oficial [FAO, 1990; revisado FAO, 1995]  área  controlada.    Un  área  reglamentada  que  la  ONPF  ha  determinado  como  el  área  mínima  necesaria para prevenir la dispersión de una plaga desde un área cuarentenaria [CEMF, 1996]  área en peligro.  Un área en donde los factores ecológicos favorecen el establecimiento de una  plaga cuya presencia dentro del área dará como resultado pérdidas económicamente importantes  [FAO, 1995]  área  reglamentada.    Área  en  la  cual  las  plantas,  productos  vegetales  y  otros  productos  reglamentados  que  entran  al  área,  se  mueven  dentro  de  ésta  y/o  provienen  de  la  misma  están  sujetos  a  reglamentaciones  o  procedimientos  fitosanitarios  con  el  fin  de  prevenir  la  introducción  y/o dispersión de las plagas cuarentenarias o limitar las repercusiones económicas de las plagas no  cuarentenarias reglamentadas [CEMF, 1996; revisado CEMF, 1999; CIMF, 2001]  área.  Un país determinado, parte de un país, países completos o partes de diversos países, que  se han definido oficialmente [FAO, 1990, revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; definición basada en el  Acuerdo sobre la Aplicación de Medidas Sanitarias y Fitosanitarias de la Organización Mundial del  Comercio]  ARP.  Análisis de Riesgo de Plagas [FAO, 1995; revisado CIMF, 2001]  artículo  reglamentado.    Cualquier  planta,  producto  vegetal,  lugar  de  almacenamiento,  de  empacado,  medio  de  transporte,  contenedor,  suelo  y  cualquier  otro  organismo,  objeto  o  material  capaz  de  albergar  o  dispersar  plagas,  que  se  considere  que  debe  estar  sujeto  a  medidas  fitosanitarias,  en  particular  en  el  transporte  internacional  [FAO,  1990;  revisado  FAO,  1995;  CIPF,  1997; aclaración, 2005]  brote.    Población  de  una  plaga  detectada  recientemente,  incluida  una  incursión  o  aumento  súbito importante de una población de una plaga establecida en un área [FAO, 1995; revisado CIMF,  2003]  campo.  Parcela con límites definidos dentro de un lugar de producción en el cual se cultiva un  producto [FAO, 1990]  certificación fitosanitaria. Uso de procedimientos fitosanitarios conducentes a la expedición de  un Certificado Fitosanitario [FAO, 1990]  CESV.  Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal  CIPF.    Convención  Internacional  de  Protección  Fitosanitaria,  depositada  en  1951  en  la  FAO,  Roma y posteriormente enmendada [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001]  132 Apéndice 6. Glosario Comité de Emergencia en Sanidad Vegetal.  Grupo consultivo de profesionales en diferentes  ramas de la protección vegetal, delegados oficialmente para asesorar a la ONPF ante emergencias  fitosanitarias  condición  de  una  plaga  (en  un  área).    Presencia  o  ausencia  actual  de  una  plaga  en  un  área,  incluyendo su distribución donde corresponda, según lo haya determinado oficialmente el juicio de  expertos basándose en los registros de plagas previos y actuales y en otra información pertinente  [CEMF, 1997; revisado CIMF, 1998; anteriormente situación de una plaga (en un área) y estatus de  una plaga (en un área); revisado, CMF, 2009]  contención.    Aplicación  de  medidas  fitosanitarias  dentro  de  un  área  infestada  y  alrededor  de  ella, para prevenir la dispersión de una plaga [FAO, 1995]  control (de una plaga).  Supresión, contención o erradicación de una población de plagas [FAO,  1995]  control biológico.  Técnica de control contra las plagas en que se utilizan enemigos naturales,  agentes  de  control  biológico,  organismos  antagonistas  o  competidores  vivos,  u  otras  entidades  bióticas capaces de reproducirse  control biológico clásico.  La introducción intencional y el establecimiento  permanente de  un  agente de control biológico no nativo para el control de plagas a largo plazo  control  oficial.    Observancia  activa  de  la  reglamentación  fitosanitaria  y  aplicación  de  los  procedimientos  fitosanitarios  obligatorios,  con  el  propósito  de  erradicar  o  contener  las  plagas  cuarentenarias  o  manejar  las  plagas  no  cuarentenarias  reglamentadas  (véase  el  Suplemento  N°  1  del Glosario) [CIMF, 2001]  CRH.  Cochinilla rosada del hibisco  cuarentena  vegetal.    Toda  actividad  destinada  a  prevenir  la  introducción  y/o  dispersión  de  plagas cuarentenarias o para asegurar su control oficial [FAO, 1990; revisado FAO, 1995]  cuarentena.  Confinamiento oficial de artículos reglamentados para observación e investigación,  o para inspección, prueba y/o tratamiento adicional [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999]  depredador.    Enemigo  natural  que  captura  otros  organismos  animales  y  se  alimenta  de  ellos,  matando algunos durante su vida [NIMF N° 3, 1996] (Anteriormente predador)  diagnóstico de plaga.  Proceso de detección e identificación de una plaga [NIMF n.º 27, 2006]  dispersión.  Expansión de la distribución geográfica de una plaga dentro de un área [FAO, 1995;  anteriormente diseminación]  ecosistema.  Complejo dinámico de comunidades de plantas, animales y microorganismos y su  ambiente abiótico, que interactúa como unidad funcional [NIMF n.º 3, 1996; revisado CIMF, 2005]  eficacia (del tratamiento).  Efecto definido, mensurable y reproducible mediante un tratamiento  prescrito [NIMF N ° 18, 2003]  encuesta.    Procedimiento  oficial  efectuado  en  un  período  dado  para  determinar  las  características  de  una  población  de  plagas  o  para  determinar  las  especies  de  plagas  presentes  dentro de un área [FAO, 1990; revisado CEMF, 1996]  encuesta  de  delimitación.    Encuesta  realizada  para  establecer  los  límites  de  un  área  considerada infestada por una plaga o libre de ella [FAO, 1990]  encuesta  de  detección.    Encuesta  realizada  dentro  de  un  área  para  determinar  si  hay  plagas  presentes [FAO, 1990; revisado FAO, 1995]  encuesta de monitoreo.  Encuesta en curso para verificar las características de una población  de plagas [FAO, 1995]  enemigo  natural.    Organismo  que  vive  a  expensas  de  otro  en  su  área  de  origen  y  que  puede  contribuir  a  limitar  la  población  de  ese  organismo.  Incluye  parasitoides,  parásitos,  depredadores,  organismos fitófagos y patógenos [NIMF n.º 3, 1996; revisado NIMF n.º 3, 2005]  entrada (de una plaga).  Movimiento de una plaga hacia el interior de un área donde todavía no  está presente, o si está presente, no está extendida y se encuentra bajo control oficial [FAO, 1995]  133 Apéndice 6. Glosario 134 erradicación.    Aplicación  de  medidas  fitosanitarias  para  eliminar  una  plaga  de  un  área  [FAO,  1990; revisado FAO, 1995; anteriormente erradicar]  establecimiento.    Perpetuación,  para  el  futuro  previsible,  de  una  plaga  dentro  de  un  área  después de su entrada [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997; anteriormente establecida]  evaluación  del  riesgo de plagas (para plagas cuarentenarias).  Evaluación de la probabilidad  de  introducción  y  dispersión  de  una  plaga  y  de  la  magnitud  de  las  posibles  consecuencias  económicas asociadas (véase el Suplemento n.º 2 del Glosario) [FAO, 1995; revisado NIMF n.º 11,  2001; NIMF n.º 2, 2007]  flores  y  ramas  cortadas.    Clase  de  producto  correspondiente  a  las  partes  frescas  de  plantas  destinadas a usos decorativos y no a ser plantadas [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001]  feromona  sexual.  Sustancia  que  es  liberada  al  medio  ambiente  por  un  individuo  para  comunicase químicamente con otro individuo del sexo opuesto de la misma especie con el objeto de  reproducirse entre ellos.  formas rastreadoras. Primer estado de desarrollo ninfal de los piojos harinosos, los cuales se  mueven o arrastran para buscar un sustrato de la planta en donde establecerse y alimentarse.  fresco.  Vivo, no desecado, congelado o conservado de otra manera [FAO, 1990]  frutas  y  hortalizas.    Clase  de  producto  correspondiente  a  las  partes  frescas  de  plantas  destinadas al consumo o procesamiento y no a ser plantadas [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001]  hábitos polífagos. Especie plaga que usa un amplio rango de hospedantes y sobre los cuales se  alimenta o reproduce.  hiperparasitoide. Sinónimo de parasitoide secundario, o aquel que se desarrolla en un huésped  que a su vez es parasitoide.  i.a. Ingrediente activo  incidencia (de una plaga).  Proporción o número de unidades de una muestra, envío, campo u  otra población definida en las que está presente una plaga [CMF, 2009]  incursión.  Población aislada de una plaga detectada recientemente en un área que se desconoce  si está establecida y la cual se espera que sobreviva en un futuro inmediato [CIMF, 2003]  infestación  (de  un  producto).    Presencia  de  una  plaga  viva  en  un  producto,  la  cual  constituye  una  plaga  de  la  planta  o  producto  vegetal  de  interés.  La  infestación  también  incluye  infección  [CEMF, 1997; revisado CEMF, 1999]  inspección.    Examen  visual  oficial  de  plantas,  productos  vegetales  u  otros  artículos  reglamentados  para  determinar  si  hay  plagas  y/o  determinar  el  cumplimiento  con  las  reglamentaciones fitosanitarias [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; anteriormente inspeccionar]  inspector.  Persona autorizada por una Organización Nacional de Protección Fitosanitaria para  desempeñar sus funciones [FAO, 1990]  introducción  (de  un  agente  de  control  biológico).    Liberación  de  un  agente  de  control  biológico en un ecosistema donde no existía anteriormente (véase establecimiento) [NIMF Pub. N°  3, 1996]  introducción.    Entrada  de  una  plaga  que  resulta  en  su  establecimiento  [FAO,  1990;  revisado  FAO, 1995; CIPF, 1997]  legislación  fitosanitaria.    Leyes  básicas  que  conceden  la  autoridad  legal  a  la  Organización  Nacional  de  Protección  Fitosanitaria  a  partir  de  la  cual  pueden  elaborar  las  reglamentaciones  fitosanitarias [FAO, 1990; revisado FAO, 1995]  legislación.    Cualquier  decreto,  ley,  reglamento,  directriz  u  otra  orden  administrativa  que  promulgue un gobierno [NIMF Pub. N° 3, 1996]  liberación  (en  el  medio  ambiente).    La  liberación  intencional  de  un  organismo  en  el  medio  ambiente (véase introducción y establecimiento) [NIMF Pub. N° 3, 1996]  libre de (referente a un envío, campo o lugar de producción).  Sin plagas (o una plaga específica)  en  números  o  cantidades  que  puedan  detectarse  mediante  la  aplicación  de  procedimientos  fitosanitarios [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; anteriormente libre de]  Apéndice 6. Glosario lugar de producción.  Cualquier local o agrupación de campos operados como una sola unidad  de producción agrícola. Esto puede incluir sitios de producción  que se manejan de forma separada  con fines fitosanitarios [FAO, 1990, revisado CEMF, 1999]  manejo del riesgo de plagas (para plagas cuarentenarias).  Evaluación y selección de opciones  para reducir el riesgo de introducción y  diseminación  de una plaga [FAO, 1995; revisado  NIMF  Pub  N° 11, 2001]  medida  de  emergencia.    Medida  fitosanitaria  establecida  en  caso  de  urgencia  ante  una  situación fitosanitaria nueva o imprevista. Una medida de  emergencia  puede ser o  no una medida  provisional [CIMF, 2001; revisado CIMF, 2005]  medida  fitosanitaria  (interpretación  convenida 10 ).    Cualquier  legislación,  reglamento  o  procedimiento oficial que tenga el propósito de prevenir la introducción y/o dispersión de plagas  cuarentenarias  o  de  limitar  las  repercusiones  económicas  de  las  plagas  no  cuarentenarias  reglamentadas [FAO, 1995; revisado CIPF, 1997; CIMF, 2002; aclaración, 2005]  medida  provisional.    Reglamentación  o  procedimiento  fitosanitario  establecido  sin  una  justificación  técnica  completa,  debido  a  la  falta  de  información  adecuada  en  el  momento.  Una  medida provisional está sujeta a un examen periódico y a la justificación técnica completa lo antes  posible [CIMF, 2001]  monitoreo.    Proceso  oficial  continuo  para  comprobar  situaciones  fitosanitarias  [CEMF,  1996;  anteriormente verificación]  NIMF.  Norma Internacional para Medidas Fitosanitarias [CEMF, 1996; revisado CIMF, 2001]  norma.    Documento  establecido  por  consenso  y  aprobado  por  un  organismo  reconocido,  que  proporciona, para un uso común y repetido, reglas, directrices o características para actividades o  sus resultados, con el fin de conseguir un grado óptimo de orden en un contexto dado [FAO, 1995;  definición de GUÍA ISO/IEC 2:1991]  Norma  Internacional  para  Medidas  Fitosanitarias.    Norma  internacional  adoptada  por  la  Conferencia  de  la  FAO,  la  Comisión  Interina  de  Medidas  Fitosanitarias  o  la  Comisión  de  Medidas  Fitosanitarias, establecida en virtud de la CIPF [CEMF, 1996; revisado CEMF, 1999]  normas  internacionales.    Normas  internacionales  establecidas  de  conformidad  con  lo  dispuesto en los párrafos 1 y 2 del Artículo X [CIPF, 1997; aclaración, 2005]  oficial.    Establecido,  autorizado  o  ejecutado  por  una  Organización  Nacional  de  Protección  Fitosanitaria [FAO, 1990]  ONPF.  Organización Nacional de Protección Fitosanitaria [FAO, 1990; revisado CIMF, 2001]  parásito.    Organismo  que  vive  dentro  o  sobre  un  organismo  mayor,  alimentándose  de  éste  [NIMF Pub. N° 3, 1996]  parasitoide.    Insecto  que  es  parasítico  solamente  durante  sus  etapas  inmaduras,  matando  al  hospedante  en  el  proceso  de  su  desarrollo  y  que  vive  libremente  en  su  etapa  adulta  [NIMF  N°  3,  1996]  plaga  cuarentenaria.    Plaga  de  importancia  económica  potencial  para  el  área  en  peligro  aun  cuando la plaga no esté presente o, si está presente, no está extendida y se encuentra bajo control  oficial [FAO 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997]  plaga.    Cualquier  especie,  raza  o  biotipo  vegetal  o  animal  o  agente  patógeno  dañino  para  las  plantas o productos vegetales [FAO 1990; revisado FAO, 1995; CIPF, 1997]  plantas  para  plantar.    Plantas  destinadas  a  permanecer  plantadas,  a  ser  plantadas  o  replantadas [FAO, 1990]  plantas.    Plantas  vivas  y  partes  de  ellas,  incluidas  las  semillas  y  el  germoplasma  [FAO,  1990;  revisado CIPF, 1997; aclaración, 2005]  La interpretación convenida del término medida fitosanitaria da cuenta de la relación entre las medidas fitosanitarias y las plagas no cuarentenarias reglamentadas. Esta relación no se refleja de forma adecuada en la definición que ofrece el Artículo II de la CIPF (1997). 10 135 Apéndice 6. Glosario 136 población. Individuos de una misma especie que ocupan un área suficiente para reproducirse y  mantener  continuidad  en  el  tiempo  y  que  muestran  algunas  características  como  crecimiento,  dispersión, fluctuación, distribución y variabilidad genética.   presencia.    La  existencia  en  un  área  de  una  plaga  oficialmente  reconocida  como  indígena  o  introducida  y  no  reportada  oficialmente  como  que  ha  sido  erradicada  [FAO,  1990;  revisado  FAO,  1995; NIMF Nº 17, 2002; anteriormente presente]  procedimiento  fitosanitario.    Cualquier  método  oficial  para  la  aplicación  de  medidas  fitosanitarias, incluida la realización de inspecciones, pruebas, vigilancia o tratamientos en relación  con  las  plagas  reglamentadas  [FAO,  1990;  revisado  FAO,  1995;  CEMF,  1999;  CIMF,  2001;  CIMF,  2005]  producto. Tipo de planta, producto vegetal u otro artículo que se moviliza con fines comerciales  u  otros  propósitos  [FAO,  1990;  revisado  CIMF,  2001;  anteriormente  producto  básico;  revisado,  CMF, 2009]  productos vegetales.  Materiales no manufacturados de origen vegetal (incluyendo los granos)  y aquellos productos manufacturados que, por su naturaleza o por su elaboración, puedan crear un  riesgo  de  introducción  y  dispersión  de  plagas  [FAO,  1990;  revisado  CIPF,  1997;  anteriormente  producto vegetal]  prohibición.  Reglamentación fitosanitaria que veda la importación o movilización de plagas o  productos básicos específicos [FAO, 1990; revisado FAO, 1995]  rango de hospedantes.  Especies capaces de sustentar una plaga específica u otro organismo,  bajo  condiciones  naturales  [FAO  1990;  revisado  NIMF  n.º  3,  2005;  anteriormente  rango  de  hospederos]  registro de una plaga.  Documento que proporciona información concerniente a la presencia o  ausencia de una plaga específica en una ubicación y tiempo dados, dentro de un área (generalmente  un país), bajo las circunstancias descritas [CEMF, 1997]  reglamentación  fitosanitaria.    Norma  oficial  para  prevenir  la  introducción  y/o  dispersión  de  las  plagas  cuarentenarias  o  para  limitar  las  repercusiones  económicas  de  las  plagas  no  cuarentenarias  reglamentadas, incluido el establecimiento de  procedimientos  para la certificación  fitosanitaria [FAO, 1990; revisado FAO, 1995; CEMF, 1999; revisado CIMF, 2001]  restricción.    Reglamentación  fitosanitaria  que  permite  la  importación  o  movilización  de  productos específicos que están sujetos a requisitos específicos [CEMF, 1996, revisado CEMF, 1999]  supresión.    Aplicación  de  medidas  fitosanitarias  dentro  de  un  área  infestada  para  disminuir  poblaciones de plagas [FAO, 1995; revisado CEMF, 1999]  tratamiento.    Procedimiento  oficial  para  matar,  inactivar  o  eliminar  plagas  o  ya  sea  para  esterilizarlas  o  desvitalizarlas  [FAO  1990;  revisado  FAO,  1995;  NIMF  n.º  15,  2002;  NIMF  n.º  18,  2003; CIMF, 2005]  vía.    Cualquier  medio  que  permita  la  entrada  o  dispersión  de  una  plaga  [FAO,  1990;  revisado  FAO, 1995]  vigilancia.    Un  proceso  oficial  mediante  el  cual  se  recoge  y  registra  información  sobre  la  presencia o ausencia de una plaga utilizando encuestas,  monitoreo u otros procedimientos [CEMF,  1996]  zona  tampón.  Área  adyacente  o  que  circunda  a  otra  delimitada  oficialmente  para  fines  fitosanitarios con objeto de minimizar la probabilidad de dispersión de la plaga objetivo dentro o  fuera  del  área  delimitada,  y  a  la  que  se  aplican,  según  proceda,  medidas  fitosanitarias  u  otras  medidas de control [NIMF n.º 10, 1999; NIMF n.º 22 revisada, 2005; CMF, 2007]      APÉNDICE 7 DISPOSITIVO MODELO DE EMERGENCIA PARA ERRADICAR UN BROTE DE COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO Maconellicoccus hirsutus (Green) Se  deben  citar  los  artículos  de  la  Constitución  Política,  así  como  de  la  Ley  de  Sanidad  Vegetal  de  cada  país  en  donde  se  confieren  las  facultades  a  los  servidores  públicos  para  emitir  o  proponer  reglamentos o leyes de protección fitosanitaria  Decretan el siguiente Reglamento o Norma  Reglamento o Norma de Emergencia para Erradicar un Brote de la Cochinilla Rosada del Hibisco  Maconellicoccus hirsutus (Green)      Título I. Consideraciones Generales  Capítulo Único. Introducción    Que la cochinilla rosada del hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) es nativa del lejano oriente, se  introdujo  a  Egipto  en  1908,  posiblemente  de  la  India  (Ben‐Dov,  1994),  aunque  el  primer  registro  oficial como plaga fue hasta 1912 en ese mismo país (Berg, 1996).     Que la plaga es de distribución cosmopolita, principalmente en áreas semitropicales y tropicales del  viejo mundo (Miller, 1999) y es considerada una plaga cuarentenaria.     Que en 1994 se detectó M. hirsutus en la isla caribeña de Granada (CARDI, 1997) y actualmente se  encuentra distribuida en la mayoría de las islas del Caribe, en Guyana y Venezuela en Suramérica;  Sureste del Valle Imperial en California, Florida y Texas, EUA y en Belice (Miller, 1999; Godfrey et  al., 2002, Hoy et al. 2002).     Que en 2004, se detectó en Bahía de Banderas, Nayarit y en Puerto Vallarta, Jalisco, México.     Que  la  plaga  es  de  hábitos  polífagos,  ya  que  ataca  a  más  de  215  especies  de  plantas  hospedantes,  aunque  prefiere  ornamentales  como  hibisco  y  palmas;  frutales  como  café,  cítricos,  chirimoya,  guanábana, guayaba, mango, uva; forestales como la teca (Berg, 1996); por lo que se considera una  plaga  altamente  peligrosa  que  se  adapta  fácilmente  a  los  climas  cálidos  de  los  trópicos  y  con  adaptabilidad moderada en las áreas templadas.     Que de acuerdo con las disposiciones de emergencia contra plagas incluidas en el Artículo No. 000  de la Ley de Sanidad Vegetal del país, que tiene por objeto erradicar un brote o manejar el riesgo de  dispersión de plagas tales como  la cochinilla rosada del hibisco (Maconellicoccus hirsutus), se tiene  a bien expedir el siguiente Reglamento o Norma:        EL PRESIDENTE DE LA REPÚBLICA Y EL MINISTRO DE AGRICULTURA Y GANADERÍA  137 Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia Reglamento o Norma Emergente para Erradicar o Contener un Brote de la Cochinilla Rosada del Hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) Título II. Disposiciones Generales Capítulo Único. Artículo I. Objeto de la Norma. Esta  Norma  tiene  por  objeto  establecer  las  medidas  fitosanitarias  para  erradicar  la  cochinilla  rosada  del  hibisco  (CRH)  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  de  la  Localidad,  Municipio, Entidad, País.     Artículo II. Campo de Aplicación. Esta Norma es aplicable a los productos, partes vegetales o subproductos hospedantes de la  CRH,  así  como  a  otros  artículos  reglamentados,  en  áreas  de  producción  (huertos,  plantaciones,  viveros,  invernaderos),  urbanas,  turísticas,  comerciales,  marginales,  medios  de transporte (terrestres, aéreos, marítimos) e instalaciones donde se procesen productos  vegetales.    138 Artículo III. Referencias.   Para esta sección se recomienda usar como referencia la reglamentación de cada país, así  como la normativa internacional (Acuerdos MSF, CIPF, NIMF).  Por ejemplo:  Acuerdo  sobre  la  Aplicación  de  Medidas  Sanitarias  y  Fitosanitarias,  1994.  Organización  Mundial del Comercio, Ginebra.  Convención Internacional de Protección Fitosanitaria, 1997. FAO, Roma.  Directrices  para  la  exportación,  el  envío,  la  importación  y  liberación  de  agentes  de  control  biológico y otros organismos benéficos, 2005. NIMF No. 3, FAO, Roma.  Directrices para la vigilancia, 1997. NIMF No. 6, FAO, Roma.  Directrices para los programas de erradicación de plagas, 1998. NIMF No. 9, FAO, Roma.    Artículo IV. Definiciones. Se  deben  incluir  las  definiciones  de  términos  usados  en  el  reglamento  que  se  crean  necesarias para una mejor compresión del mismo.  Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia Título III. Especificaciones de la Reglamentación Fitosanitaria Capítulo Único. Artículo I. Del Área Bajo Cuarentena Determinar, el municipio o entidad federativa que se considere como área bajo cuarentena  por CRH y donde se deben ejecutar las acciones fitosanitarias que se dispongan.    Artículo II. De los Artículos Reglamentados Estarán  reglamentados  por  la  presente  Norma  las  plantas,  sus  productos  o  subproductos  que  son  hospedantes  de  la  CRH  (por  ejemplo  los  que  se  incluyen  en  el  apartado  de  “hospedantes”  del  Apéndice  1  de  este  plan  de  contingencia),  así  como  otros  artículos  reglamentados que sean capaces de albergar o dispersar la plaga.    Artículo III. De la Movilización y de los Puntos de Control Se  prohíbe  la  movilización  al  resto  del  país  de  los  productos  o  subproductos  vegetales  hospedantes de la CRH que hayan sido producidos o empacados en el área bajo cuarentena.  El  establecimiento  de  puntos  de  control  localizados  estratégicamente  en  los  principales  accesos por carretea al área bajo cuarentena facilitará el cumplimiento de los requisitos de  movilización de los artículos reglamentados mediante esta norma.   Sólo  podrán  movilizarse  aquellos  artículos  reglamentados  que  cuenten  con  una  guía  fitosanitaria  de  movilización  en  la  que  se  señale  que  están  libres  de  la  plaga  o  que  han  recibido tratamiento.    Artículo IV. De la Inspección La  ONPF  será  la  encargada  de  inspeccionar  los  envíos  de  productos  o  subproductos  vegetales  reglamentados,  así  como  equipajes  y  bolsas  (de  pasajeros  terrestres  o  en  los  aeropuertos), cajuelas de vehículos particulares o de cualquier transporte público. En caso  de detección de algún producto vegetal hospedante, éste debe ser decomisado y destruido.    Artículo V. De las Medidas de Control y Erradicación La ONPF será la encargada de realizar o coordinar las acciones de control o erradicación.  Primero  se  debe  realizar  una  delimitación  rápida  del  área  infestada,  mediante  monitoreo  directo  de  partes  vegetales  infestadas  o  por  el  uso  de  trampas  con  feromona  sexual  sintética.  De  acuerdo  con  el  grado  de  infestación,  seleccionar  y  emplear  las  técnicas  más  eficaces  en  la  contención  y  supresión  de  la  plaga,  aplicarlas  en  forma  oportuna  y  con  la  severidad requerida.  139 Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia Entre  las  principales  técnicas  que  pueden  emplearse  para  erradicar  a  M.  hirsutus  se  encuentran:  a)  Control  químico,  b)  Control  mecánico  o  cultural,  c)  Uso  de  agentes  de  control biológico (depredador C. montrouzieri).    A. Control Químico. Entre  los  plaguicidas  que  han  mostrado  eficacia  para  el  control  de  M.  hirsutus  se  encuentran  los  ingredientes  activos  siguientes:  bendiocarb,  bifentrin,  clorpirifos,  ciflutrin,  diazinon,  diclorvos,  imidacloprid,  dimetoato.  A  productos  insecticidas  como  dimetoato  o  deltamentrina se les puede agregar detergente líquido al 1%, con el objeto de remover los  filamentos  cerosos  de  la  CRH  y  que  el  producto  insecticida  pueda  tener  efectividad.  En  otras  áreas  se  ha  tenido  efectividad  contra  la  CRH  con  aceite  parafínico,  citrolina  o  con  detergente líquido al 1.5%.  Consultar a la ONPF para verificar lista de plaguicidas y dosis  autorizadas.  Para  seleccionar  el  insecticida  más  apropiado  o  autorizado,  consultar  a  las  autoridades de la ONPF.    B. Control Mecánico o Cultural. 140 Si el área de infestación de la plaga es muy localizada se deben de destruir los hospedantes  mediante  chapoda,  aplicación  de  herbicidas,  quema  directa,  remoción  o  recolección  para  enterrarlos  o  quemarlos;  en  estos  casos,  todo  el  material  hospedante  debe  de  destruirse.  Hacer  una  aplicación  de  solución  jabonosa  a  las  plantas  antes  del  corte  o  eliminación,  teniendo  cuidado  al  cortarlas  de  no  dispersar  ovisacos  ni  las  formas  rastreadoras  o  cualquier  otro  estado  de  la  cochinilla  rosada.    Esta  práctica  no  debe  hacerse  si  las  condiciones  ambientales  (viento,  lluvia)  pueden  favorecer  la  dispersión.    El  material  tendría  que  ser  destruido  (incinerado,  enterrado)  de  preferencia  en  el  lugar  (in  situ).  Sin  embargo,  si  el  material  vegetal  se  moviliza  para  destruirlo  en  otro  sitio,  deberá  transportarse  en  bolsas  de  plástico,  o  cubierto  en  forma  hermética  con  lona,  o  en  contenedores cerrados que impidan el escape de cualquier estadio de M. hirsutus durante el  recorrido, para evitar la dispersión de la plaga.  Cualquier material o equipo que entre en  contacto  directo  con  los  diversos  estadios  de  la  plaga,  deberá  desinfestarse  en  forma  apropiada, en el sitio donde se destruya el material infestado que se removió.  Los sitios de  destrucción  de  material  hospedante  deben  monitorearse  periódicamente  con  el  fin  de  detectar a tiempo cualquier sobrevivencia de la paga en los mismos.    Es  necesario  volver  a  monitorear  los  lugares  en  donde  se  hicieron  tratamientos  o  eliminación de hospedantes o colocar trampas con feromona sexual de CRH, para detectar  posibles  resurgimientos  de  la  plaga.  Es  común  que  la  CRH  se  vuelva  a  establecer  en  los  nuevos brotes de las plantas podadas, que son sus partes preferidas. Estos nuevos brotes  de las plantas se deben de revisar semanalmente y en caso de ser necesario realizar alguna  reaplicación o tratamiento para eliminar cualquier espécimen de CRH.     Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia   C. Uso de Agentes de Control Biológico. Se recomienda hacer liberaciones del coccinélido depredador C. montrouzieri o en su caso  del  parasitoide  A.  kamali.  En  algunos  lugares  de  difícil  acceso  y  con  altos  niveles  de  infestación de CRH se pueden liberar por sitio de infestación 1,500 a 2,000 individuos de  cualquiera  de  los  enemigos  naturales:  depredadores  o  parasitoides.  La  importación  y  liberación  de  agentes  de  control  biológico  no  nativos  debe  de  realizarse  siguiendo  las  Directrices para la Exportación, el Envío, la Importación y Liberación de Agentes de Control  Biológico  y  otro  Organismos  Benéficos  (NIMF  No.  3,  2006),  ya  que  en  ciertos  casos,  los  agentes  de  control  biológico  pueden  funcionar  como  portadores  o  vías  de  las  plagas,  o  como hiperparasitoides o entomopatógenos.   Título IV. Observancia, Sanciones y Vigencia de la Norma Capítulo único. Artículo I. De la Observancia de la Norma. La  ONPF  será  la  encargada  de  vigilar  y  hacer  que  se  cumpla  con  las  especificaciones  incluidas en la presente Norma.    Artículo II. De las Sanciones El incumplimiento de las disposiciones establecidas en la presente Norma de Emergencia,  será  sancionado  conforme  a  lo  enmarcado  en  la  Legislación  Fitosanitaria  del  país  que  la  esté aplicando.  Artículo III. Vigencia de la Norma y Declaración de la Erradicación.  La presente Norma entrará en vigor al día siguiente de su publicación en el Diario Oficial o  Gaceta del país que la proponga. En caso de que el programa de erradicación sea exitoso, la  ONPF  será  la  encargada  de  hacer  la  declaración  oficial  de  la  erradicación  de  la  CRH,  teniendo como soporte los documentos de evaluación del programa.      Título V. Bibliografía Capítulo Único Ben‐Dov,  Y.  1994.  A  systematic  catalogue  of  the  mealybugs  of  the  world  (Insecta:  Homoptera:  Coccoidea:  Pseudococcidae  and  Putoidae),  with  data  on  geographical  distribution,  host  plants,  biology  and  economic  importance.  Intercept,  Ltd.  Great  Britain.   141 Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia Berg, G. H. 1996. Análisis de riesgo por una vía respecto a Maconellicoccus hirsutus (Green)  (Cochinilla  rosada).  Organismo  Internacional  Regional  de  Sanidad  Agropecuaria  (OIRSA). San Salvador. El Salvador.   CARDI.  1997.  Managing  the  pink  mealybug.  An  example  of  regional  collaboration  in  agricultural.  En:  Year  in  Review.  Annual  Report  1995‐96.  Caribbean  Agricultural  Research and Development Institute. St. Augustine, Trinidad and Tobago.  Godfrey, K. E.,  K. M. Daane, W. J. Bentley, R. J. Gill, R. Malakar‐Kuenen. 2002. Mealybugs in  California  Vineyards.  University  of  California,  Agriculture  &  Natural  Resources.  Publication 21612.  Hoy,  M.  A.,  A.  Hamon  and  R.  Nguyen.  2002.  Pink  Hibiscus  Mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  (Green).  Uni.  Fla./Inst.  Food  Agric.  Ser.  Feat.  Creat.,  EENY‐29.  (http://creatures.ifas.ufl.edu/orn/mealybug/mealybug.htm).  Miller,  D.M.  1999.  Identification  of  the  Pink  Hibiscus  Mealybug,  Maconellicoccus  hirsutus  (Green)  (Hemiptera:  Sternorrhyncha:  Pseudococcidae).  Insecta  Mundi,  13  (3‐4):  189‐ 204.        142 APÉNDICE 8 FORMULARIOS (EJEMPLOS) Formulario 1.  Encuesta de monitoreo de cochinilla rosada del hibisco (CRH).  Fecha (AAAA­MM­DD):  Localización:  Coordenadas N (Lat.):                           O (Lon.):  Tipo de vegetación1:    No.  Muestra                      Coordenadas  O  N (Lat.)  (Lon.)                                          Incidencia de CRH2  Hospedante(s)                      Nula  Baja  Media                      Alta  Estadios CRH  observados  No. CRH  Parasitadas  No.  Depredado­ res  Nombre del encuestador:  Lugar de producción:  Altitud:  Tipo de suelo:  Nombre del propietario:  Clima:  Superficie evaluada (ha):  Campo:  143 1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal  2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH  Información adicional:  ______________________________________________________________________________________________________________________________________________________ ______________________________________________________________________________________________________________________________________________________  Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 2.  Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación pormenorizada  del establecimiento del parasitoide.  (Encapsulados vivos del 2do.,  3ro. estadios y de hembras adultas de CRH).  No. de sitio: ____________  Localización y coordenadas: _________________________    Fecha de recolección (AAAA­MM­DD)  _____________  Fecha de liberación: (AAAA­MM­DD)  ____________    No.  Cap.  Especies  Momias sin  emerger  No. de  parasitoides  emergidos  ♀  ♂  No.  Cap.  Especies  Momias sin  emerger  No. de  parasitoides  emergidos  ♀  ♂  1  2  3  4  5  6  7  8  9  10  11  12  13  14  15  16  17  18  19  20  21  22  23  24  25                                                                                                      26  27  28  29  30  31  32  33  34  35  36  37  38  39  40  41  42  43  44  45  46  47  48  49  50                                                    144 Apéndice 7. Dispositivo modelo de Emergencia Formulario 2.  Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación pormenorizada  del establecimiento del parasitoide (continuación).  (Encapsulados  vivos del 2do., 3ro. estadios y de hembras adultas de CRH).  No. de sitio: ___________  Localización y coordenadas: __________________________    Fecha de recolección (AAAA­MM­DD)  _____________  Fecha de liberación: (AAAA­MM­DD)  ____________    No.  Cap.  Especies  Momias sin  emerger  No. de  parasitoides  emergidos  No.  Cap.  Especies  Momias  sin  emerger  No. de  parasitoides  emergidos  ♀  51  52  53  54  55  56  57  58  59  60  61  6  63  64  65  66  67  68  69  70  71  72  73  74  75                                                                                                                                                        ♂  76  77  78  79  80  81  82  83  84  85  86  87  88  89  90  91  92  93  94  95  96  97  98  99  100  TOTAL      ♀                                                        ♂  145 Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 3.  Resumen.  Datos sobre parasitismo de CRH para la evaluación  pormenorizada de.  Anagyrus kamali # 1; Gyranusoidea indica # 2;  Leptomastix sp. # 3.  No. de  sitio                                                                                          TOTAL   Fecha de  recolección  (AAAA­MM­DD)  Número de parasitoides   No. total  No. de  de  cochinillas  Especies  cochinillas  parasitadas  1  2  3                                                                                                                                                                                                                                        Porcentaje  de  parasitismo                                                146 Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 4.  Detalles de liberación de agentes de control biológico (ACB) contra cochinilla rosada del hibisco (CRH).  Nombre del técnico responsable de la liberación:  ______________________________________________________    Fecha de  liberación  (AAAA­MM­DD)  Localización (lugar de  producción, campo,  calle, número,  cantón,  municipio,  departamento,  provincia, país)  Coordenadas  Nombre del  propietario  Tipo de  vegetación1  N  (Lat.)  O  (Lon.)  Nombre de  hospedante(s)  No. de  hospedantes  Incidencia  de CRH2  Especie y  número de  individuos  de  ACB liberados                                                              147 1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal  2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de  CRH  Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 5.  Programa de erradicación de cochinilla rosada del hibisco (CRH), acciones de control.  Técnico responsable:     Localización(lugar  de producción,  campo, calle,  número,  cantón,  municipio,  departamento,  provincia, país)  Coordenadas  N  O  (Lat.)  (Lon.)  Hospedante(s)  Incidencia  de CRH2  Acciones de control  Fecha  (AAAA­MM­DD)  Tipo de  vegetación1  Cultural3  Químico3  Biológico4                                      148                     1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal  2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH  3Número de hospedantes o superficie (ha) tratada  4Número de agentes de control biológico liberados  Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 6.  Requerimientos (programación de liberación) de agentes de control biológico (ACB) para el control de  cochinilla rosada del hibisco (CRH).  Fecha de  evaluación  (AAAA­MM­DD)                            Localización (lugar de  Coordenadas  N  O  (Lat.)  (Lon.)  Superficie  afectada o  No. de  hospedante s  Cantidad y tipo  de ACB  requeridos  Tipo de  vegetación1  producción, campo, calle,  número,  cantón, municipio,  departamento, provincia, país)  Incidenci Nombre de  hospedante (s)  a de  CRH2                                                                                                                                                                                                              149 1 Agrícola, Marginal, Urbana o Forestal  2 Debe definirse la escala en la que se medirá la incidencia (densidad de población) de CRH      Técnico que llevó a cabo la programación: Ing.___________________________________________Firma:__________________________________  Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 7.  Cochinilla rosada del hibisco (CRH) – Datos de conteos de incidencia (densidad de población) (Terminales  de ramas de hibisco de 15 cm).  CRH  Sitio  Fecha  (AAAA­ DD­MM)  Muestra  de  terminal  de rama  (1­4)  Masas de huevos  (ovisacos)  Huevos  Hue­ +  vos  Rastrea dores  Cryptolaemus  No.  Estadios  2  No.  Estadios  3  No.  Adultas  ♀  No.  Adultos  ♂  Total de  ovisacos  Total de  estadios  2, 3 +  adultos  Lar­ vas  Adul­ tos  No. Momias  CRH  Con  huecos  de  salida  Sin  huecos  de  salida    1 2 3 4 Total  150 Promedio    1 2 3 4 Total  Promedio    1 2 3 4 Total  Promedio  Apéndice 8. Formularios (Ejemplos) Formulario 8.  Resumen de los conteos de incidencia (densidad de población) de  cochinilla rosada del hibisco.  Planta hospedante: _________________________  Localización: _______________________________________________    Ovisacos  Fecha  (AAAA­ DD­MM)  Sitio  Huevos  Huevos  +  Rastrea dores  2do. 3er.  estadio a ♀♀  adultas   Prom.  Total  Prom.  Cript.  No.  adultos  + larvas  No. de momias  CRH  Con  huecos  de  salida  Sin  huecos  de  salida  Total                                                                                                                                                                                                                                        151 APÉNDICE 9 RECOMENDACIONES MISCELÁNEAS Como parte importante de la organización es recomendable que algún técnico del CESV de  cada país esté capacitado o actualizado en el conocimiento general de Cochinilla Rosada del  Hibisco  (identificación,  taxonomía,  biología,  hábitos  de  ataque,  nuevos  métodos  de  monitoreo),  por  lo  que  el  comité  debería  contar  con  un  fondo  especial  para  ese  tipo  de  capacitación en esta u otras plagas y no esperar a tener el problema para iniciar el proceso.  La  Universidad  de  Florida  en  Gainsville,  Florida,  EUA,  ofrece  con  cierta  regularidad  un  Taller sobre CRH, en el que se incluyen aspectos de la plaga como los antes señalados. La  información  para  este  curso  de  entrenamiento  se  puede  solicitar  directamente  a:  Dra.  Amanda Hodges, University of Florida/IFAS, Gainesville, FL, EUA (Ver Apéndice 3, lista de  especialistas).    Adicionalmente,  se  puede  aprovechar  la  experiencia  del  Programa  de  manejo  de  CRH  en  México,  el  cual  tiene  como  base  de  sus  estrategias  de  manejo  integrado,  la  producción  masiva y liberación periódica del parasitoide A. kamali; además de la implementación del  control legal con puntos de verificación interna, sistema de verificación y certificación para  movilización  de  productos  agrícolas,  muestreo  de  plantas  y  monitoreo  con  trampas  con  feromona  sexual  sintética;  por  lo  que  se  pudiera  solicitar,  a  través  de  las  secretarías  de  estado (Relaciones Exteriores, Agricultura), programas de estancias para entrenamiento en  el manejo integrado de la CRH u otra plaga cuarentenaria. Es muy importante que cualquier  país  de  la  región  OIRSA  capacite  a  sus  técnicos  en  las  técnicas  de  manejo  o  control  más  actuales contra esta plaga. En México, los técnicos de otros países se pueden capacitar en  CRH  sobre  diversos  aspectos  de  su  biología  de  campo,  técnicas de manejo  integrado,  cría  masiva del parasitoide A. kamali.     En  los  programa  de  control  o  erradicación  de  plagas  de  importancia  cuarentenaria,  la  comunicación y la divulgación son puntos importantes en la prevención o contención de las  plagas o en el buen desarrollo del programa, por lo que es imprescindible hacer consciente  al  público  de  los  riesgos  económicos  y  sociales  que  representa  para  una  región  la  introducción  de  este  tipo  de  plaga.  La  operación  del  programa  se  puede  facilitar  con  una  participación directa del público siguiendo las recomendaciones de los técnicos adscritos al  programa [evitar la aplicación irracional de plaguicidas, realizar acciones de manejo por su  cuenta (control cultural), conservar los enemigos naturales nativos y los agentes de control  biológico liberados].     En forma general, las decisiones que se toman en el programa de manejo integrado de la  plaga se deben basar en el diseño de encuestas adecuadas.  Se requiere saber a qué niveles  poblacionales se encuentra una plaga, así como el tipo de distribución estacional o espacial  que presenta. Actualmente, el uso de trampas con feromona sexual sintética de M. hirsutus  facilita el proceso de detección y tratamiento oportuno de nuevos brotes.     152 Apéndice 9. Recomendaciones misceláneas Es  muy  importante  seleccionar  adecuadamente  las  técnicas  de  control  para  erradicar  brotes de M. hirsutus o aquellas para el manejo y vigilancia, en caso de que esta plaga ya se  haya establecido en algún área o región. Dentro de esas técnicas se considera como pieza  fundamental el uso de agentes no nativos, especialmente el parasitoide Anagyrus kamali o  el depredador Cryptolaemus montrouzieri, los cuales recientemente han resultado en casos  exitosos de control biológico de esta plaga, técnica que debe ser reforzada con un estricto  control legal (áreas bajo cuarentena).     Por  tratarse  de  una  plaga  con  un  alto  potencial  de  dispersión  y  fácil  adaptación  a  climas  semitropicales,  es  necesario  determinar  con  prontitud  la  factibilidad  de  implementar  un  programa  de  erradicación  o  control  oficial  en el  caso  de  nuevos  brotes,  por  lo que  países  como los de Centro América, con características ecológicas y ambientales propicias para el  establecimiento  de  la  CRH,  deben  contar  con  programas  permanentes  de  vigilancia  fitosanitaria  para  detectar  oportunamente  cualquier  incursión  de  esta  plaga,  con  entrenamiento técnico especializado y actualizado del personal. Un sistema de monitoreo  principalmente  con  trampas  con  feromona  sexual  sintética  de  CRH  podrá  determinar  infestaciones tempranas, lo que dará tiempo a establecer un programa de erradicación con  gran probabilidad de éxito.        153